spektrofotometri organik 4 selasa pagi

7/23/2019 Spektrofotometri Organik 4 Selasa Pagi

http://slidepdf.com/reader/full/spektrofotometri-organik-4-selasa-pagi 1/52

LAPORAN RESMI

PRAKTIKUM DASAR TEKNIK KIMIA I

Materi:

SPEKTROFOTOMETRI ORGANIK

Oleh:

Kelompok : IV / Selasa Pagi

Emiwati Simanjuntak NIM:21030115120084

Nurdin Hariyadi NIM: 21030115120057

Shara Maurina NIM:21030115140197

Laboratorium Dasar Teknik Kimia I

Jurusan Teknik Kimia Fakultas Teknik

Universitas Diponegoro

Semarang

2015



LAPORAN RESMI


Materi:


Oleh:








Semarang

2015




Laboratarium Dasar Teknik Kimia I ii

HALAMAN PENGESAHAN

1.

Materi Praktikum : Spektrofotometri Organik

2. Kelompok : IV/Selasa Pagi

3.

Anggota :

1. Nama : Shara Maurina

NIM : 21030115140197

Jurusan : S1-Teknik Kimia

Universitas / Institut / Politeknik : Universitas Diponegoro

2.

Nama : Emiwati Simanjuntak NIM : 21030115120084



3. Nama : Nurdin Hariyadi

NIM : 21030115120057



Telah disahkan pada :

Hari :

Tanggal :

Semarang, 10 Desember 2015

Mengesahkan,

Asisten Pembimbing

Emma Pubaningdyah

NIM 210301130120063




Laboratarium Dasar Teknik Kimia I iii

PRAKATA

Puji syukur kehadirat Tuhan Yang Maha Esa atas segala limpahan Rahmat,

dan Hidayahnya sehingga penulis dapat menyelesaikan penyusunan laporan resmi

LDTK 1 materi spektrofotometri organik dengan lancar dan sesuai dengan harapan.

Penyusunan Laporan Resmi Praktikum Dasar Teknik Kimia 1 ditujukan untuk

memenuhi tugas Praktikum Dasar Teknik Kimia 1 di semester 1.

Ucapan terima kasih penulis ucapkan kepada Bapak Muhammad Rustam dan

Ibu Dini Iswandari selaku Laboran Laboratarium Dasar Teknik Kimia 1, Saudara

Latif Alfian Zuhri selaku koordinator Asisten Laboratarium Dasar Teknik Kimia 1,

Saudari Emma Pubaningdyah selaku Asisten Pembimbing dan semua AsistenLaboratarium Dasar Teknik Kimia 1.

Laporan ini berisi materi spektrofotometri organik yang mana spektrofotometri

ini merupakan metode analisa untuk menentukan identitas suatu komponen atau

konsentrasi didasarkan pada pengukuran serapan sinar monokromatis di suatu larutan

berwarna. Tujuan laporan ini untuk menentukan konsentrasi antosianin pada

semangka dan menentukan kurva hubungan konsentrasi antosianin vs absorbansi.

Tak ada gading yang tak retak, untuk itu apabila ada kesalahan dalam

laporan resmi Laboratorium Dasar Teknik Kimia 1 ini, penulis minta maaf dan

mengharapkan saran dan kritiknya yang bersifat membangun untuk kesempurnaan

laporan resmi ini. Semoga laporan ini dapat bermanfaat bagi pembaca yang

melakukan praktikum.

Semarang, 10 Desember 2015

Penulis




Laboratarium Dasar Teknik Kimia I iv

DAFTAR ISI

HALAMAN PENGESAHAN... ............................................................................ ii

PRAKATA... .......................................................................................................... iii

DAFTAR ISI... ....................................................................................................... iv

DAFTAR TABEL ................................................................................................. v

DAFTAR GAMBAR ............................................................................................. vi

INTISARI .............................................................................................................. vii

SUMMARY ............................................................................................................ viii

BAB I PENDAHULUAN. .................................................................................. ... 1

I.1. LATAR BELAKANG.……………………………………………… 1I.2. TUJUAN PERCOBAAN.…………………………………………… 1

I.3. MANFAAT PERCOBAAN.………………………………………… 1

BAB II TINJAUAN PUSTAKA……………………………………………….... 2

BAB III METODE PERCOBAAN...………………………………………...….. 5

III.1. BAHAN DAN ALAT YANG DIGUNAKAN... .............................. 5

III.2. GAMBAR ALAT ............................................................................. 5

III.3. KETERANGAN GAMBAR ............................................................. 6

III.4. CARA KERJA .................................................................................. 6

BAB IV HASIL PERCOBAAN DAN PEMBAHASAN………………………. 9

IV.1. HASIL PERCOBAAN .......................... …………………………… 9

IV.2. PEMBAHASAN ....... ……………………………………………… 11

BAB V PENUTUP………………...…………………………………………..… 15

V.1. KESIMPULAN …………………………………………………..… 15

V.2. SARAN............................................................................................... 15

DAFTAR PUSTAKA …………………………………………………………... 16

LAMPIRAN

A. LEMBAR PERHITUNGAN. ............................................................ A-1

B. LAPORAN SEMENTARA ............................................................... B-1

C. REFERENSI ...................................................................................... C-1

LEMBAR ASISTENSI




Laboratarium Dasar Teknik Kimia I v

DAFTAR TABEL

Tabel 2.1 Hubungan Antara Energi Teradsorbsi dengan Gerakan Molekul….......2

Tabel 2.2 Spektrum Sinar Tampak dan Warna Komplementer …………………..2

Tabel 4.1 Menentukan Panjang Gelombang Optimum………………………….. 9

Tabel 4.2 Larutan Rosella VS Absorbansi………………………………………. 9

Tabel 4.3 Faktor Pengenceran………………………………………………….....9

Tabel 4.4 Antosianin Larutan Rosella Pada Panjang Gelombang 520 nm dan 700

nm……………………………………………………………………..10

Tabel 4.5 Absorbansi Pada Larutan Rosella Pada Panjang Gelombang

Optimum………………………………………………………………10




Laboratarium Dasar Teknik Kimia I vi

DAFTAR GAMBAR

Gambar 2.1 Absorbsi cahaya oleh larutan contoh ....................................... 2

Gambar 3.1 Spektrofotometer OPTIMA SP-300 ......................................... 4

Gambar 3.2 Beaker Glass 250 ml ................................................................. 5

Gambar 3.3 Tabung Reaksi dan Raknya ...................................................... 5

Gambar 3.4 Pipet Ukur ................................................................................. 5

Gambar 3.5 pH Meter ................................................................................... 5

Gambar 3.6 Beaker Glass 50 cc ................................................................... 5

Gambar 3.7 Cuvet ......................................................................................... 5

Gambar 4.1 Kurva Absorbansi vs Konsentrasi ............................................. 13Gambar 4.2 Kurva Panjang Gelombang vs Absorbansi ............................... 13




Laboratarium Dasar Teknik Kimia I vii

INTISARI

Spektrofotometri merupakan percobaan yang dapat digunakan untuk

menganalisa konsentrasi suatu zat didalam larutan berdasarkan absorbansi

terhadap warna dari larutan pada panjang gelombang tertentu. Metode ini

merupakan metode yang sangat sederhana untuk menganalisis jumlah(konsentrasi)

sampel yang sangat kecil.

Persen transmitan adalah pembanding antara intensitas cahaya keluar dari

sampel terhadap intensitas yang masuk. Menurut hukum Lambert serapan

berbanding lurus dengan ketebalan sel yang disinari, dengan bertambahnya sel

maka serapan akan bertambah. Metode analisis spektrofotometri ada tiga yaitu

metode standar tunggal, metode kurva kalibrasi, dan metode adisi standar.

Bahan yang digunakan dalam percobaan ini adalah rosella 100ml, aquadest,

KCl 20ml, natrium asetat 20ml. Alat yang digunakan adalah spektrofotometer

optima sp-300, empat buah beaker glass 50cc, enam tabung reaksi beserta satu rak

tabung reaksi, satu pipet ukur 10cc, pH meter, satu beaker glass 250ml . Langkah

kerja yang dilakukan antara lain kalibrasi alat, menentukan panjang gelombang

optimum, lalu menentukan kadar antosianin dalam rosella.

Setelah melakukan percobaan data yang kami peroleh adalah panjang

gelombang optimumnya adalah sebesar 520nm. Dan kadar antosianin dalam rosella

yang kami temukan adalah 0,1669 ppm sedangkan kadar antosianin dalam jurnal

adalah 3,07 ppm.

Kesimpulan yang dapat diambil adalah panjang gelombang optimum dan

kadar antosianin yang ditemukan berturut-turut sebesar 520nm dan 0,1669 ppm.

Faktor yang dapat mempengaruhi percobaan meliputi larutan yang tidak homogen,

pH, cahaya. Agar data yang dihasilkan akurat maka harus ada saran sepertimemastikan nilai %T yang tertera di LCD digital harus benar-benar berhenti,

memastikan bahwa sampel yang digunakan memiliki %T dan selalu menggunakan

pH meter untuk menentukan pH.




Laboratarium Dasar Teknik Kimia I viii

SUMMARY

Spectrophotometry is an experiment that can be used to analyze the

concentration of a substance in the solution based on the colour of the solution

absorbance at a particular wavelength. This method is a very simple method for

analyzing the amount (concentration) of a very small sample.

Percent transmittance is a comparison between the intensity of light coming

out of a sample based on the incoming intensity. According to Lambert law

absorption is directly proportional to the thickness of the irradiated cells, the cells

increasing then the uptake will increase. Three spectrophotometric analysis method

are the method of a single standard, method calibration curve and standard addition

method. Materials used in this experiment are rosella ecstract 100ml, distilled water,

KCl 20 ml, 20 ml of sodium acetate. The tools used are spectrophotometers optima

sp-300, four beaker glass 50 cc, six reaction tube along with a reaction tube rack, a

measuring pipette 10 cc, pH meter, a 250 ml beaker glass. The steps include

calibration; determine the optimum wavelength, and then determining the levels of

anthocyanins in Rosella.

After the experiment, data that we collect are the optimum wavelength is 520

nm. Anthocyanin levels in Roselle that we found is 0.1669 ppm while the anthocyanin

content in the journal is 3.07 ppm.

The conclusion that can be drawn is the optimum wavelength and

anthocyanin levels are found respectively at 520 nm and 0.1669 ppm. Factors that

may affect the experiment include the solution is not homogeneous, pH and light. So

that the resulting data is accurate like it should be we suggest to ensuring value% T

printed on digital LCD should be completely stopped, ensure that the sample used

has a% T and always use a pH meter to determine the pH.




Laboratarium Dasar Teknik Kimia I 1

BAB I

PENDAHULUAN

I.1. Latar Belakang

Spektrofotometri dapat digunakan untuk menganalisa konsentrasi suatu zat di

dalam larutan berdasarkan absorbansi terhadap warna dari larutan pada panjang

gelombang tertentu. Metode spektrofotometri memerlukan larutan standar yang

telah diketahui konsentrasinya. Larutan standar terdiri adari beberapa tingkat

rendah sampai konsentrasi tinggi.

Keuntungan utama dalam pemilihan metode ini adalah metode ini merupakan

metode yang sangat sederhana untuk menetapkan kulaitas yang sangat kecil.

Spektrofotometri diaplikasikan dalam menentukan beberapa parameter ekologi

laut. Tingkat kesuburan suatu perairan ditunjukkan oleh besarnya produksi zat

organik yang dihasilkan atau disebut juga produktifitas primer. Salah satu cara

yang sudah umum dan luas dipakai adalah mengetahui banyaknya boimassa

plankton di laut dengan menetukan kadar klorofil fitoplankton dengan metode

spektrofotometri.

I.2. Tujuan Percobaan

a.

Menentukan panjang gelombang optimum antosianin dengan

spektrofotometer metode spektrofotometri.

b. Menentukan kurva hubungan konsentrasi antosianin vs absorbansi pada

panjang gelombang optimumnya dengan spektrofotometer metode

spektrofotometri.

c. Menentukan konsentrasi antosianin pada sampel dengan sepektrofotmeter

metode spektrofotometri.

I.3. Manfaat percobaan

Mahasiswa mampu melakukan analisa kuantitatif secara akurat suatu zat kimia

dengan menggunakan spektrofotometer.




Laboratarium Dasar Teknik Kimia 2

BAB II

TINJAUAN PUSTAKA

Spektrofotometri adalah kata yang digunakan untuk ilmu yang mengacu

pada absorbs, emisi, scattering , dan cahaya, dari suatu molekul, ion, dan atom.

Spektrofotometri (teknik spectroscopy) merupakan metode analisa untuk menentukan

identitas suatu komponen / konsentrasi dalam larutan yang didasarkan pada

pengukuran serapan sinar monokromatis di suatu larutan berwarna.

Tabel 2.1. Hubungan Antara Energi Terabsorbsi Dengan Gerakan Molekul

Gerakan

Molekul

Cahaya yang

Diabsorbsi

Energi

Rotasi Microwave, Infrared Rendah

Vibrasi Infrared Sedang

Transit Elektron Tampak, Ultraviolet Tinggi

Kisaran spektrum elektromagnetic seperti infrared, sinar tampak,

ultraviolet atau X-ray dapat digunakan untuk berinteraksi dengan suat zat. Alat yang

dipakai pada praktikum ini dapat disebut juga dengan colorimeter, karena dapat

mengukur absorpsi cahaya pada spektrum sinar tampak.Skema dari proses absorpsi cahaya oleh suatu larutan contoh dapat dilihat pada

gambar 1.

Gambar 2.1 Absorpsi cahaya oleh larutan contoh.

Persen transmitan adalah pembanding antara intensitas cahaya yang keluar dari

sampel terhadap intensitas yang masuk : %T = I/I0 x 100 % sedangkan absorbansi

dinyatakan sebagai A = log 1/T = - log I/I0 = 2 – log %T.





Tabel 2.2 Spektrum Sinar Tampak Dan Warna Komplementer ( Vogel 1989)

Panjang Gelombang

(nm)

Warna (Terabsorbsi) WarnaKomplementer

(Terlihat)

400 – 435 Violet Kuning – Hijau

435 – 480 Biru Kuning

480 – 490 Hijau – Biru Orange

490 – 500 Biru – Hijau Merah

500 – 560 Hijau Ungu

560 – 580 Kuning Hijau Violet

580 – 595 Kuning Biru

595 – 610 Orange Hijau – Biru610 – 750 Merah Biru – Hijau

Banyaknya cahaya/sinar yang diabsorbsi tergantung pada jenis larutannya,

panjang sel/kuvet, konsentrasi larutan. Parameter tersebut dapat dinyataan secara

matematis dengan hukum Beer :

A=log (Io/It) = abc. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . (3)

dengan: Io =Intensitas sinar datang

It =Intensitas sinar yang diteruskanA =Absorbansi

a =Absorbtivitas

b =Panjang cuvet (cm)

c =Konsentrasi (mg/L)

Pada praktikum ini nilai a dan b tidak berubah , sehingga nilai ab dianggap

sebagai konstanta baru (k) ,sehingga persamaan (3) A= k.c dapat dinyatakan

dengan persamaan garis lurus. Dari hukum Beer dapat dinyatakan juga bahwa

hubungan antara absorbansi vs konsentrasi akan memberikan garis lurus.

(Underwood, 1999).

Hukum Beer menjadi dasar aspek kuantitatif spektrofotometri yang mana

konsentrasi dapat dihitung berdasarkan persamaan (3) di atas. Absorptivitas (a)

merunkan konstanta yang tidak tergantung pada konsentrasi, tebal kuvet dan

intensitas radiasi yang mengenai larutan sampel. Absorptivitas tergantung pada

suhu, pelarut, struktur molekul, dan panjang gelombang radiasi.





2.2 Metode Analisis Spektrofotometri

Ada tiga teknik yang biasa dipakai dalam analisis secara spektrofotometri.

Ketiga teknik tersebut adalah Metode Standar Tunggal, Metode Kurva Kalibrasi,

Metode Adisi Standar. Pada praktikum ini, metode yang digunakan adalah Metode

Kurva Kalibrasi.

Metode Kurva Kalibrasi

Dalam Metode ini dibuat suatu larutan standar dengan berbagai konsentrasi

dan absorbansi dari larutan tersebut diukur dengan AAS. Langkah

selanjutnya adalah membuat grafik antara konsentrasi (C) dengan

absorbansi (A) yang akan merupakan garis lurus mekewati titik nol dengan

slope = Ɛ.b atau slope = a.b. Konsentrasi larutan sampel dapat dicari setelah

absorbansi lantan sampel diukur dan diintrapolasi ke dalam kurva kalibrasi

atau dimasukkan ke dalam persamaan garis lurus yang diperoleh dengan

menggunakan program regresi linear pada kurva kalibrasi.





BAB III

METODOLOGI PRAKTIKUM

3.1. Bahan dan Alat

3.1.1.Bahan

1. Air demin secukupnya

2. KCl 20 ml

3. Natrium Asetat 20 ml

4. Ekstrak bunga rosella 100 ml

3.1.2. Alat

1. Spektrofotometri Optima Sp-300

2. buah beakerglass 250ml

3. 6 tabung reaksi beserta 1 rak tabung reaksi

4. 1 pipet ukur 10 cc

5. pH meter

6. 4 buah beaker glass 50 cc

3.2. Gambar Alat Utama Keterangan:

1. Tempat sampel

2. Pengontrol panjang gelombang

3. Indikator power ON/OFF

4. Pembacaan LCD Digital

5. Tombol pengganti Mode

6. Tombol control 100% T


8. Tombol print

9. Jendela pembacaan panjang gelombang

Gambar 3.1 Spektrofotometri Optima Sp-300




Laboratarium Dasar Teknik Kimia I 6

3.3.Prosedur Praktikum

3.3.1. Menentukan panjang gelombang optimum untuk antosianin.

1.

Optima sp-300 dihidupkan dengan menekan tombol power (3)

sampai bunyi klik, dan indikator lampu menyala. Menunggu 20

menit untuk pemanasan alat sebelum digunakan.

2. Dengan tombol 5, mode pembacaan transmitansi (T) diatur

Gambar 3.3 Tabung Reaksi dan Rak

Gambar 3.5 Beaker Glass 50cc

Gambar 3.2 Beaker Glass 250 ml

Gambar 3.4 Pipet Ukur Gambar 3.4 pH meter

Gambar 3.4 Cuvet





3.

Panjang gelombang yang diinginkan diatur dengan menggunakan

tombol (2)

3.3.2. Cara kalibrasi alat spektrofotometri

1. Tempat sampel (1) pada spektrofotometer dikosongkan.

2.

Skala pembacaan transmitan diatur 0% menggunakan tombol (7).

3. Cuvet (seperti barang yang sederhana tetapi dari bahan gelas dengan

super kualitas, berharga 3 juta) diambil dan dibersihkan kemudian

diisi dengan air demin sampai ¾ nya (disebut dengan blangko).

Bagian luar cuvet dibersihkan dengan kapas secara hati-hati (jangan

sampai tergores).

4. Tutup sampel pada spektrofotometer (1) dibuka , dan tempat kuvet

diambil.

5.

Cuvet dimasukkan pada tempat kuvet dengan sisi yang terang

menghadap ke luar dan kembali ditutup (tinggi larutan disesuaikan

dengan tanda yang ada).

6. Pembacaan transmitan diatur 100% (A=0) untuk larutan blangko

menggunakan tombol (6).

7. Cuvet diambil dari tempat sampel kemudian ditutup. Pembacaan

skala transmitan dapat dilihat pada layar (4). Dalam tahap ini

pembacaan transmitan harus 0%. Jika tidak, diulangi dari langkah 3

hingga pembacaan diperoleh pembacaan transmitan yang konsisten.

8. Jika sudah diperoleh pembacaan untuk 0 % dan 100% konsisten,

cuvet disimpan dengan larutan blangko tersebut sampai praktikum

selesai.

9. Cuvet lainnya diisi dengan larutan sampel, bagian luar cuvet

dibersihkan, lalu dimasukkan ke dalam tempat sampel, dan ditutupkembali, skala transmitan dapat dibaca pada layar (4) dan hitung

absorbansinya, A =2-log %T.

10. Panjang gelombang dinaikkan setiap 10nm dengan menggunakan

tombol (2), ulangi langkah 1 sampai 7.

11.

Kurva hubungan antara absorbansi versus panjang gelombang

dibuat, kemudian tentukan nilai panjang gelombang optimum untuk

jenis larutan target.





3.3.3. Membuat kurva kalibrasi antara absorbansi versus

konsentrasi antosianin.

1.

Larutan berwarna dibuat pada berbagai variasi sampel.

2. Panjang gelombang diatur sesuai dengan hasil yang diperoleh pada

tujuan (a) menggunakan tombol (2).

3.

Alat spektrofotometri dikalibrasi (langkah 1 sampai 6).

4. Cuvet lainnya diisi dengan larutan sampel no. 2, Cuvet dibersihkan

bagian luarnya, dimasukkan ke dalam tempat sampel, ditutup

kembali, dibaca skala transmitan dan dihitung absorbansinya , A=2-

log (%T). Lalu diulangi untuk sampel no. 3, 4, 5, dan 6.

3.3.4.

Menentukan kadar antosianin total dalam larutan. 1. Larutan KCl 0,025 M dibuat sebagai larutan buffer pH 1. Kemudian

diukur pHnya dan diatur pHnya supaya mempunyai pH 1 dengan

menggunakan larutan HCl.

2. Larutan Natrium Asetat (CH3CO2. Na3H2O) 0,4 M dibuat. Kemudian

diukur pH nya dan diatur pHnya supaya larutan mempunyai pH 4,5

dengan menggunakan larutan HCl.

3.

1 buah beaker glass 50cc diisi dengan larutan no.2 sebanyak 5ml

dengan pipet ukur. pH larutan dibuat sama dengan 1 dengan

menambahkan larutan buffer KCl dengan pipet ukur , hitung berapa

jumlah volume yang telah ditambahkan sehingga pH=1. Hal serupa

dilakukan untuk sampel no. 3,4,5, dan 6.

4. Panjang gelombang diatur pada 520 nm, kemudian dlakukan

kalibrasi alat langkah 1-6 (dilakukan untuk setiap pergantian

panjang gelombang). Setelah itu, dimasukkan larutan no.2 dengan

pH=1 kedalam cuvet hingga ¾ bagian. % transmitan dicatat dan

hitung absorbansinya, begitu juga untuk sampel no.3,4,5,dan 6.

5. Panjang gelombang diatur pada 700 nm. Kemudian lakukan

kalibrasi alat langkah1-6 (dilakukan untuk setiap pergantian

panjang gelombang). Setelah itu, masukkan larutan no.2 pH 1 ke

dalam cuvet hingga ¾ bagian. % transmitan dicatat dan hitung

absorbansinya, begitu juga untuk sampel no. 3,4,5, dan 6.

6.

Ulangi langkah 1-5 dengan membuat pH larutan sama dengan 4,5





dengan menambah larutan buffer Na Asetat.

7. Konsentrasi antosianin dihitung sesuai dengan rumus :

8.

Persamaan Beer untuk konsentrasi antosianin , dibuat dengan

persamaan :

A = kc . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .(5)

. . . . . . . . . . . .(4)





BAB IV

HASIL DAN PEMBAHASAN

4.1 Hasil Praktikum

Tabel 4.1 Menentukan panjang gelombang optimum

%T A

480nm 4,2 1,3767

490nm 3,5 1,4559

500nm 3,6 1,4436

510nm 3,2 1,4948

520nm 3,1 1,5086

530nm 3,5 1,4559

540nm 4,0 1,3187

550nm 7,8 1,1079

560nm 13,4 0,8728

Tabel 4.2 Larutan rosella vs absorbansi

%Rosella %T A C

0% 100 0 0,1477 M

20% 70,5 0,1518 0,8536 M

40% 28,9 0,5391 2,177 M

60% 13,6 0,8664 2,6720 M

80% 4,4 1,3565 2,8464 M

Tabel 4.3 Faktor pengenceran

%Rosella Vo V’pH1 V’pH4,5 dFpH1 dFpH4,5 dFrata-rata

0% 5ml 6ml 9ml 1,2 1,8 1,5

20% 5ml 7,5ml 8ml 1,5 1,6 1,55

40% 5ml 6,5ml 8,5ml 1,3 1,7 1,5

60% 5ml 7,5ml 8ml 1,5 1,6 1,55

80% 5ml 8ml 7,5ml 1,6 1,5 1,55





Tabel 4.4 Antosianin larutan rosella pada panjang gelombang 520nm dan 720nm

%Rosella %T (520nm) A(520nm) %T(700nm) A(700nm)

pH 1 pH

4,5

pH 1 pH 4,5 pH 1 pH

4,5

pH 1 pH 4,5

0% 93,5 89,4 0,029 0,0486 95,4 85,2 0,0204 0,0695

20% 52,1 71,5 0,2831 0,1456 93,1 86,3 0,0310 0,0639

40% 26,3 62,1 0,5880 0,2069 89,3 77,5 0,0491 0,1106

60% 16,2 41,2 0,7904 0,3169 86 74,9 0,0655 0,1255

80% 8,5 30,2 1,0705 0,5199 82,9 79,6 0,0814 0,0990

Tabel 4.5 Absorbansi pada larutan rosella pada panjang gelombang optimum

%Rosella %T A

35% 31,8 0,4975

45% 30,8 0,5114

55% 22,11 0,6497

4.2 Pembahasan

4.2.1 Perbandingan konsentrasi antosianin pada praktikum dengan jurnal

C35% =,+,

, = 0,1541 ppm

C45% =,+,

, = 0,1573 ppm

C55% =

,+,

, = 0,1894 ppm

Crata-rata =C%+ C%+ C%

=,+,+,

=

,

= 0,1669 ppm





Berdasarkan hasil praktikum yang kami lakukan kami memperoleh hasil

kosentrasi antosianin pada ekstrak rosella adalah sebesar 0,1669mg/L,

sedangkan pada jurnal diperoleh hasil 3,07 mg/L. Hal ini disebabkan karena:

1.

Larutan yang tidak homogen

Larutan yang tidak homogeny menyebabkan antosianin tidak tersebar

secara merata dalam sampel sehingga pengukuran antosianin tidak maksimal dan

nilai absorbansi yang didapat lebih kecil dan menyebabkan nilai konsentrasi

yang didapat kecil. Sesuai dengan hokum Lambert-Beer nilai absorbansi

berbanding lurus dengan konsentrasi. (Abdurohman, 2013)

2. Pengaruh pH

Pada saat pengaturan pH, larutan sampel yang terlalu sedikit

mengakibatkan kadar pengenceran yang berbeda untuk masing-masing sampel

0%, 20%, 40%, 60%, 80% sehingga pada saat pengukuran pH hasilnya kurang

tepat menjadi besar. Semakin besar pH maka nilai absorbansi kecil dan

konsentrasi juga kecil. (Firdaus, 2011)

3. Pengaruh cahaya

Kondisi laboratorium yang memiliki banyak jendela besar membuat

sampel yang digunakan banyak terpapar cahaya matahari. Cahaya matahari berpengaruh terhadap konsentrasi antosianin, yaitu mampu mendegradasi

pigmen antosianin dan membentuk kalkon yang tidak berwarna. Energi yang

dikeluarkan cahaya memicu terjadinya reaksi fitokimia atau fitooksidasi yang

dapat membuka cincin antosianin. Paparan yang lebih lama menyebabkan

degradasi lanjutan. Hal tersebut menyebabkan kadar antosianin yang

ditemukan lebih kecil dari kadar asli. (Anonim, 2013)

4.2.2 Perbandingan panjang gelombang optimum pada praktikum dengan

jurnal

Panjang gelombang optimum adalah panjang gelombang yang

menghasilkan nilai absorbansi terbesar. Dalam percobaan kami,nilai

absorbansi terbesar yaitu:

A = 2-log%T

A = 2-log3,1A = 1,5086





Dan terletak pada panjang gelombang 520 nm, sedangkan pada jurnal

diperoleh panjang gelombang 540nm. Panjang gelombang optimum yang

kami peroleh lebih kecil disebabkan karena:

1.

Pelarut yang digunakan pada jurnal untuk ekstraksi bunga rosella

adalah etanol dengan variasi konsentrasi 20%, 40%, 60%, 80% dan

96% pada temperatur ruang yang sama maka kepolarannya lebih

rendah dari pelarut air sehingga panjang gelombang yang kami

temukan lebih kecil. (Nurlela, 2011)

2.

Perbedaan temperatur ekstraksi antara percobaan yang dilakukan

dengan jurnal. Pada jurnal yang ditemukan nilai absorbansi yang

ditemukan cenderung meningkat seiring meningkatnya temperatur

maserasi. Pada jurnal nilai absorbansi maksimum terletak pada suhu

90°C. Hal ini sesuai dengan penelitian yang dilakukan di jurnal bahwa

dengan temperatur kamar 60°C diperoleh hasil ekstraksi terbaik pada

suhu kamar. Karena semakin tinggi temperatur ekstraksi maka

kecepatan pindahan massa dari solut ke solven akan semakin tinggi.

(Mardiah, 2010)

4.2.3

Metode Pengambilan Antosianin1. Meserasi

Meserasi ditentukan dengan cara merendam 100 gram serbuk kelopak

bunga rosella dengan 300ml pelarut etanol pada 5°C selama 24 jam.

Lalu disaring dan diambil filtratnya.

2. Sokshietasi

100 gram serbuk kelopak bunga rosella diekstraksi dengan sroket

dalam pelarut etanol 78°C selama 8 jam, kemudian diambil filtratnya.

(Nurlela, 2011)4.2.4 Fenomena antosianin pada pH=1 dan pH=4,5

Pada pH 1, antosianin berbentuk senyawa oxonium, keadaan yang

semakin asam aplagi mendekati pH 1 akan menyebabkan banyaknya

pigmen antosianin berada dalam bentuk kation flavilium atau oxonium

yang berwarna dan pengukuran absorbansi akan menunjukkan jumlah

antosianin yang lebih besar. Pada pH 4,5 yakni pada asam lemah. Kation

flavium berubah ke bentuk yang lebih stabil hemiketel yang tidak

berwarna dan berbentuk kalkon. Pada percobaan pH 4,5 membuat larutan





berwarna tidak sepekat pH 1 karena telah terjadi degradasi warna, sebab

antosianin lebih stabil dalam asam daripada alkali atau netral. (Firdaus,

2010)

4.2.5 Grafik hubungan panjang gelombang vs absorbansi dan absorbansi

vs konsentrasi

Gambar 4.1 Grafik hubungan konsentrasi vs absorbansi

Gambar 4.2 Grafik hubungan panjang gelombang vs absorbansi

y = 0.4302x - 0.1655

R² = 0.8599

-0.2

0

0.2

0.4

0.6

0.8

1

1.2

1.4

1.6

0 0.5 1 1.5 2 2.5 3

A b s o r b a n s i

Konsentrasi (ppm)

y = -0.0056x + 4.2391

R² = 0.5135

0

0.2

0.4

0.6

0.8

1

1.2

1.4

1.6

1.8

460 480 500 520 540 560 580

A b s o r b a n s i

Panjang gelombang (nm)





BAB V

PENUTUP

5.1 Kesimpulan

1. Panjang gelombang optimum antosianin yang kami temukan adalah

520 nm sedangkan panjang gelombang optimum antosianin yang

sebenarnya adalah 540 nm.

2. Kurva hubungan antara konsentrasi dan absorbansi pada panjang

gelombang optimum disebut kurva standar. Dimana semakin besar

konsentrasi maka semakin besar pula nilai absorbansi.

3. Ada beberapa faktor yang mempengaruhi hasil dan percobaanantosianin yaitu : pH, larutan yang tidak homogen dan pengaruh

cahaya.

4. Kadar antosianin pada sampel yang kami temukan 0,1669 ppm.

5. Antosianin mempunyai berbagai manfaat, antara lain sebagai pewarna

alami pada berbagai produk pangan dan sebagai antioksidan dalam

tubuh.

5.2 Saran

1. Sebaiknya memastikan bahwa sampel yang digunakan mempunyai

nilai %T (tidak nol) sebelum memulai percobaan. Apabila bernilai nol,

lakukan pengenceran secukupnya.

2. Saat mendata nilai %T pastikan bahwa angka yang tertera pada LCD

digital telah berhenti.

3. Saat menentukan pH hendaknya menggunakan pH meter bukan

indikator pH.

4. Apabila pada LCD digital ketika %T lebih dari 100 saat pengujian

sampel maka matikan spektrofotometer dan ulangi langkah dari awal.

5. Sebaiknya alat-alat yang digunakan dijaga agar tetap bersih.





DAFTAR PUSTAKA

Barners, kw, dkk.(2005). Determination of Totalmorometricantosianin

pigmencontent of Fruit Juice, Beverage, Natural Colorants, and

Louise Bythe ph Differential Groggins, pH.1950, ”unit proses in

organic syntesis” (5th ed ), PP 700 – 783. New York : Mc.Graw Hill

Book Company Inc.

J.pharm. (2006) . Solubilization and

Quantificationolycopeneinaqueousmediaithe System. diakses dari

Cyclodextrin Binari pada tanggal 4 mei 2013.

Kerr, R.W. (1950). Chemystri and Industri of Starch (2nd ed ), PP 375-403.

New York : Academic Press Inc.

Method Collaboration Study. Journal of AOA Cinternational , Vol 85, rb.5, PP

1269-1278.

Munkramin, Baso. (2012). Spektrofotometri-absorbansi dan Konsentrasi (

hukum labert beer ) diakses pada tanggal 27 April 2013

Nurlela. (2011). Ekstraksi dan Uji Stabilitas zat warna alami dari bunga

kembang sepatu dan Bunga Rosella, Vol. 2 No. 3 PP(459-467).

Penelope, Perkins Veanic. (2002). Composition of Orange, Yellow, and Red Fleshes Watermelon. Diakses pada tanggal 2 Juni 2013.

Underwood, A.I. And Day R.A.(1983). Analisa kimia kuantitatif 5th edition.

Diterjemahkan oleh R.Soendoro. Jakarta : Erlangga

Vogel. (1989). Textbook of Quantitatif Chemical Analysis, PP 645-676. New

York : Longman Scientific and Technical.

Winarti, Sri.(2010). Stabilitas warna merah Ekstrak Bunga Rosella untuk

pewarna Makanan dan Minuman, Vol.11 No. 2 PP(87-93).

Woodman, A.(1941). Food analysis (4 ed ), PP 264-261. NewYork : Mc

Hill Book Company Inc.




Laboratarium Dasar Teknik Kimia I

LAMPIRAN

A




Laboratarium Dasar Teknik Kimia A-1

LAPORAN SEMENTARA


Materi:


Oleh:








Semarang

2015





I. Tujuan Percobaan

a. Menentukan panjang gelombang optimum antosianin dengan

spektrofotometer metode spektrofotometri.

b. Menentukan kurva hubungan konsentrasi antosianin vs absorbansi

pada panjang gelombang optimumnya dengan spektrofotometer

metode spektrofotometri.

c. Menentukan konsentrasi antosianin pada sampel dengan

sepektrofotmeter metode spektrofotometri.

II. Percobaan

1.1 Bahan Yang Digunakan

1. Air demin secukupnya

2. KCl 20ml

3.

Natrium Asetat 20ml4.

Sampel 100ml

1.2 Alat Yang Dipakai

1.

Spektrofotometri Optima Sp-300

2.

buah beakerglass 250ml

3.

6 tabung reaksi beserta 1 rak tabung reaksi

4.

1 pipet ukur 10 cc

5.

pH meter

6. 4 buah beaker glass 50 cc

3.2. Gambar Alat Utama

Keterangan:

1. Tempat sampel

2. Pengontrol panjang gelombang

3. Indikator power ON/OFF

4. Pembacaan LCD Digital

5. Tombol pengganti Mode



8. Tombol print

9. Jendela pembacaan panjang gelombang





Panjang gelombang optimum

%T A

480nm 4,2 1,3767

490nm 3,5 1,4559

500nm 3,6 1,4436

510nm 3,2 1,4948

520nm 3,1 1,5086

530nm 3,5 1,4559

540nm 4,0 1,3187

550nm 7,8 1,1079

560nm 13,4 0,8728

Kurva Kalibrasi Basis 10ml

%Rosella %T A C

0% 100 0 0,1477 M

20% 70,5 0,1518 0,8536 M

40% 28,9 0,5391 2,177 M

60% 13,6 0,8664 2,6720 M

80% 4,4 1,3565 2,8464 M

Kurva Kalibrasi 2


0% 5ml 6ml 9ml 1,2 1,8 1,5

20% 5ml 7,5ml 8ml 1,5 1,6 1,55

40% 5ml 6,5ml 8,5ml 1,3 1,7 1,5

60% 5ml 7,5ml 8ml 1,5 1,6 1,55

80% 5ml 8ml 7,5ml 1,6 1,5 1,55





Antosianin larutan rosella pada panjang gelombang 520nm dan 720nm


pH 1 pH

4,5

pH 1 pH 4,5 pH 1 pH

4,5

pH 1 pH 4,5

0% 93,5 89,4 0,029 0,0486 95,4 85,2 0,0204 0,0695

20% 52,1 71,5 0,2831 0,1456 93,1 86,3 0,0310 0,0639

40% 26,3 62,1 0,5880 0,2069 89,3 77,5 0,0491 0,1106

60% 16,2 41,2 0,7904 0,3169 86 74,9 0,0655 0,1255

80% 8,5 30,2 1,0705 0,5199 82,9 79,6 0,0814 0,0990

Absorbansi pada larutan rosella pada panjang gelombang 520nm

%Rosella %T A

35% 31,8 0,4975

45% 30,8 0,5114

55% 22,11 0,6497

C=AMWDF rata−rata

Eb A=(A520-A700)pH1-(A520-A700)pH4,5

C0%=,−,−,−,,,

=,+,,,

=1,477ppm

C20%=,−,−,−,,,

=,,,

=0,8536M

C40%=

,−,−,−,,,

=,−,,,

=2,177ppm

C60%=,−,−,−,,,

=,,,

=2,6726ppm

C80%=,−,−,−,,,

=,−,,, =2,8464ppm




Laboratarium Dasar Teknik Kimia

LAMPIRAN

B




LABORATORIUM DASAR TEKNIK KIMIA I B-1

LEMBAR PERHITUNGAN

Menentukan panjang gelombang optimum

%T A

480nm 4,2 1,3767

490nm 3,5 1,4559

500nm 3,6 1,4436

510nm 3,2 1,4948

520nm 3,1 1,5086

530nm 3,5 1,4559

540nm 4,0 1,3187

550nm 7,8 1,1079

560nm 13,4 0,8728

Larutan rosella vs absorbansi

%Rosella %T A C

0% 100 0 0,1477 M

20% 70,5 0,1518 0,8536 M

40% 28,9 0,5391 2,177 M

60% 13,6 0,8664 2,6720 M

80% 4,4 1,3565 2,8464 M

Faktor pengenceran


0% 5ml 6ml 9ml 1,2 1,8 1,5

20% 5ml 7,5ml 8ml 1,5 1,6 1,55

40% 5ml 6,5ml 8,5ml 1,3 1,7 1,5

60% 5ml 7,5ml 8ml 1,5 1,6 1,55

80% 5ml 8ml 7,5ml 1,6 1,5 1,55





Antosianin larutan rosella pada panjang gelombang 520nm dan 720nm


pH 1 pH

4,5

pH 1 pH 4,5 pH 1 pH

4,5

pH 1 pH 4,5

0% 93,5 89,4 0,029 0,0486 95,4 85,2 0,0204 0,0695

20% 52,1 71,5 0,2831 0,1456 93,1 86,3 0,0310 0,0639

40% 26,3 62,1 0,5880 0,2069 89,3 77,5 0,0491 0,1106

60% 16,2 41,2 0,7904 0,3169 86 74,9 0,0655 0,1255

80% 8,5 30,2 1,0705 0,5199 82,9 79,6 0,0814 0,0990

Absorbansi pada larutan rosella pada panjang gelombang optimum

%Rosella %T A

35% 31,8 0,4975

45% 30,8 0,5114

55% 22,11 0,6497

- Perhitungan

1. Menentukan panjang gelombang optimum antosianin (nilai A)

-

A=2-log%T=2-log4,2=1,3767

- A=2-log3,5=1,4559

- A=2-log3,6=1,4436

- A=2-log3,2=1,4948

- A=2-log3,1=1,5086

- A=2-log3,5=1,4559

- A=2-log4,0=1,3187

- A=2-log7,8=1,1079

- A=2-log13,4=0,8728

2. Menentukan absorbansi antosianin pada panjang gelombang

optimum=520nm (Nilai A)

-

A=2-log%T

=2-log100=0

- A=2-log70,5=1,1518

- A=2-log28,9=0,5391

- A=2-log13,6=0,8664

- A=2-log4,4=1,3565





3. Faktor Pengenceran (Nilai DF dan DF rata-rata)

- pH=1

DF1=V’/Vo=6/5=1,2

DF2=V’/Vo=7,5/5=1,5DF3=V’/Vo=6,5/5=1,3

DF4=V’/Vo=7,5/5=1,5

DF5=V’/Vo=8/5=1,6

- pH=4,5

DF1=V’/Vo=9/5=1,8

DF2=V’/Vo=8/5=1,6DF3=V’/Vo=8,5/5=1,7

DF4=V’/Vo=8/5=1,6

DF5=V’/Vo=7,5/5=1,5

-

DF rata-rata=(DF pH=1+DF pH=4,5):2

DF rata-rata1=(1,2+1,8):2=1,5

DF rata-rata2=(1,5+1,6):2=1,55

DF rata-rata3=(1,3+1,7):2=1,5

DF rata-rata4=(1,5+1,6):2=1,55

DF rata-rata5=(1,5+1,6):2=1,55

4. Menentukan kadar antosianin dengan metode differensial (Nilai A dan

Nilai C)

- Nilai A pada panjang

gelombang 520 pH=1

A=2-log%T

-

A=2-log93,5=0,0291

-

A=2-log52,1=0,2831

-

A=2-log26,3=0,5800-

A=2-log16,2=0,7904

- A=2-log8,5=1,0705


gelombang 700 pH=1

A=2-log%T

-

A=2-log95,4=0,0204

-

A=2-log83,1=0,0803

-

A=2-log89,3=0,0491-

A=2-log86=0,6550

- A=2-log82,9=0,0814


gelombang 520 pH=4,5

A=2-log%T

-

A=2-log89,4=0,0486

-

A=2-log71,5=0,1456

-

A=2-log62,1=0,2069

-

A=2-log48,2=0,3169

-

A=2-log30,2=0,5199


gelombang 700 pH=4,5

A=2-log%T

-

A=2-log85,2=0,0695

-

A=2-log86,3=0,0639

-

A=2-log77,5=0,1106

-

A=2-log74,9=0,1255

-

A=2-log79,6=0,0990

- Nilai C

C=AMWDF rata−rata

Eb A=(A520-A700)pH1-(A520-

A700)pH4,5

C0%=,−,−,−,,,

=,+,,, =1,477 ppm





C20%= (0,28310,0310)(0,14560,0639)x449,2x1,5x1000

26900x5

= 0,1704x449,2x1000x1,5134500 =0,8536 ppm

C40%= (0,58000,0491)(0,20690,11067)x449,2x1,5x100026900x5

= ,−,,,

=2,177 ppm

C60%=,−,−,−,,,

= 0,5335x449,2x1,5x1000134500 =2,6726 ppm

C80%= (1,07050,0814)(0,51990,0990)x449,2x1,5x1000

26900x5

= 0,98910,42x449,2x1,5x1000

134500 =2,8464 ppm

5. Menentukan konsentrasi antosianin dalam sampel(Nilai C dan A)

- y=0,4302x-0,1655

x=y+,

,

y=absorbansi

x=konsentrasi

C35%=,+,

,=0,1541ppm

C45%=,+,

,=0,1573ppm

C55%=,+,

,=0,1894ppm

- A=2-log%T

A=2-log31,8=0,4975

A=2-log30,8=0,5114

A=2-log22,4=0,6497




LABORATORIUM DASAR TEKNIK KIMIA I

LAMPIRAN

C




LABORATORIUM DASAR TEKNIK KIMIA I C-1

Jurnal Teknologi Pertanian Vol. 11 No. 2 (Agustus 2010) 87 – 93 87

STABILITAS WARNA MERAH EKSTRAK BUNGA ROSELA

UNTUK PEWARNA MAKANAN DAN MINUMAN

Stability of Red Color Rosella Extract for Food and Beverage Colorant

Sri Winarti* dan Adurrozaq Firdaus

Jurusan Teknologi Pangan, Fak. Tek. Industri, Univ. Pembngunan Nasional ”Veteran” Jl. Raya Rungkut Madya, Surabaya, 60294

*Penulis Korespondensi: email [email protected]; HP 0818585396

ABSTRACT N atural dye (pigment) is naturally present in plants and animals. Natural

dyes can be classified as green, yellow, and red. Red dye obtained from extract ofrosella flowers is very potential as food and beverage colorant. However, the suitablesolvents for extraction and the stability the extract to pH, sugar, salt, heating and insome foods and beverages was still unknown. The purpose of this study was to

determine the most suitable solvent for the extraction of red pigment in flower calyxand to know the stability of the extract on various conditions. The study consisted of

two steps: rosella pigment extraction with water : acetic acid : ethanol in ratios of1:0:0, 2:1:2, 1:0:1, and 2:0:1; and the test of color stability of red rosella on various

pH, sugar, salt, heating temperature, heating time, that resemble to food products orbeverages. The results showed that the best treatment was extraction of dyes withsolvent water: acetic acid: ethanol = 1:0:0 that produced extract with anthocyanincontent of 3.07%. Red colorant from rosella extract is less stable to pH changes. The

changes in sugar levels was stable at up to 50%, stable in salt levels up to 10%, lessstable at temperatures up to 100 °C and heating time up to 90 minutes.

Keywords: red color, stability, rosella extract

PENDAHULUAN

Zat warna alam (pigmen)adalah zat warna yang secara alami

terdapat dalam tanaman maupun

hewan. Zat war-na alam dapat

dikelompokkan sebagai warna hijau,

kuning, dan merah. Peng-gunaan zat

warna alam untuk makanan dan

minuman tidak memberikan kerugi-an

bagi kesehatan, seperti halnya zat

warna sintetik yang semakin banyak

penggunaannya. Diantara zat warna

sin-tetik yang sangat berbahaya untuk

ke-sehatan sehingga penggunaannyadila-rang adalah zat warna merah

rhodamin B.

Di Indonesia, terdapat

kecende-rungan penyalahgunaan

pemakaian zat pewarna untuk berbagai

bahan pangan, misalnya zat warna

untuk tekstil dan kulit dipakai untuk

mewarnai bahan ma-kanan. Hal ini

sangat berbahaya bagi kesehatan

karena adanya residu logam berat

pada zat pewarna tersebut (Winarno,2002).

Manusia dan hewan telah

meng-konsumsi antosianin sejak lamabersama buah-buahan dan sayuran dan

tanpa ada efek samping yang

merugikan. Pigmen ini sangat

berpotensi sebagai pengganti pewarna

makanan sintetik (Sudarmanto, 1989)




Laboratarium Dasar Teknik Kimia I C-2

Zat warna merah yang banyak ter-

dapat di alam dikelompokkan kedalam

dua golongan yaitu karotenoid dan

anto-sianin. Antosianin tergolong

pigmen yang disebut flavonoid yang

pada umumnya larut dalam air. Warna

pigmen antosianin berwarna merah,

biru, violet dan biasanya dijumpai pada

bunga, buah-buahan dan sayur-

sayuran. Dalam tanaman terdapat

dalam bentuk glikosi da yaitu

membentuk ester dengan mo-

nosakarida (glukosa, galaktosa,

ramno-sa, dan kadang-kadang

pentosa) (Wi-narno, 2002).

Di Indonesia belum banyak ma-

syarakat yang memanfatkan tanaman

rosela. Sementara di negara lain,rosela sudah banyak dimanfaatkan

sejak lama. Di India barat dan tempat-

tempat tropis lainnya, kelopak segar

rosela digunakan untuk pewarna dan

perasa dalam mem-buat anggur rosela,

jeli, sirup, gelatin, minuman segar,

puding dan cake. Ke-lopak rosela

yang berwarna cantik dapat

ditambahkan pada salat untuk

memper-cantik warnanya. Kelopak

rosela dapat juga dimasak sebagaipengganti kubis (Maryani dan Kristiana,

2005)

Sari (2005), mengekstrak kulit

bu-ah duwet dengan menggunakan

pelarut air, etanol dan isoproanol.

Hasil intensi-tas warna ekstrak

dengan menggunakan air dan

kombinasi air dengan etanol lebih

tinggi jika dibandingkan dengan

konbinasi dengan isopropanol. Diduga

polaritas senyawa lebih rendah diban-

ding air sehingga pelarut yang baik

un-tuk ekstraksi adalah polar.

Saati dkk (2001) mejelaskan

ten-tang ekstraksi pigmen antosianin

pada bunga pacar air. Komposisi

pelarut yang digunakan pada ekstraksi

ini adalah eta-nol (95%) : air : HCl 1N

(5:4:1) menun-jukkan kadar antosianin

tertinggi jika dibandingkan dengan

kombinasi iso-propanol dengan air dan

air dengan HCl.

Zat warna merah yangdiperoleh dari ekstrak bunga rosela

sangat berpo-tensi sebagai pewarna

makanan dan mi-numan, namun

demikian belum diketahui jenis pelarut

yang cocok dan sejauh ma-na

stabilitas zat warna dari ekstrak bu-

nga rosela. Oleh karena itu perlu dikaji

jenis pelarut dan stabilitas warna

merah terhadap perubahan pH, kadar

gula, ka-dar garam, pemanasan

maupun pada be-berapa jenis makanan

dan minuman.

Tujuan penelitian adalah

menemu-kan jenis pelarut yang tepat

untuk eks-traksi warna merah bunga

rosela; dan mengetahui stabilitas

warna merah eks-trak bunga rosela

terhadap perubahan pH, kadar gula,

kadar garam, suhu pe-manasan, waktupemanasan, dan aplika-sinya pada

produk makanan dan minum-an.

BAHAN DAN METODE

Bahan dan Alat

Bahan baku yang digunakan

ada-lah kelopak bunga rosella segar

dengan umur pemetikan 3-4 bulan

(masa panen) dari Warujayeng,

Nganjuk. Bahan kimia yang diperlukanasam asetat, etanol, akuades, gula,

garam dan tepung kara-genan.

Peralatan yang digunakan

adalah spektrofotometer Spectronic

21D, pH meter, timbangan analitik,

beaker glass, gelas ukur, tabung

reaksi dan corong.

Metode Penelitian

Penelitian ini terdiri dari dua

tahap. Tahap I adalah ekstraksi zat

warna merah dari bunga rosela dengan

berbagai perbandingan pelarut

air:asam asetat: etanol dengan taraf

faktor 1:0:0; 2:1:2; 1:0:1; 2:0:1. Tahap

ini menggunakan Rancangan Acak

Lengkap (RAL) faktor tunggal dengan

ulangan 4 kali. Uji lanjut dilakukan

menggunakan Uji Duncan (DMRT 5%).

Penelitian Tahap II adalah

stabili-tas warna merah bunga rosela.

Hasil terbaik dari Tahap I digunakan

untuk penelitian Tahap II untuk diujista-bilitasnya terhadap pH (1, 2, 3, 4,





5, dan 6), kadar gula (10, 20,

30, 40, dan 50%), kadar garam (2, 4, 6,

8, dan 10%), lama pemanasan (0, 30,

60, dan 90 menit pada suhu 100

C/mendidih), suhu pema-nasan (60, 70,

80, 90, dan 100 C), serta aplikasi pada

pembuatan jeli karagenan dan

minuman jeli.

Ekstraksi Zat Warna dari Bunga Rosela

Bunga rosella disortasi

kemudian dipisahkan kelopak dan

bijinya dan di-timbang 100 g. Kelopak

bunga rosella ditambah pelarut sesuai

perlakuan dan Jurnal Teknologi

Pertanian Vol. 11 No. 2 (Agustus

2010) 87 – 93 89 dihancurkan dengan

blender selama +3 menit. Ekstrak

kemudian disaring dengan kertassaring sehingga didapatkan filtrate

pigmen. Filtrate pigmen dipanaskan

dengan pemanas air untuk menguapkan

pelarut sehingga didapat filtrate

pigmen kental (sampai volume

setengah bagian). Ekstrak terbaik

didasarkan dengan kadar antosianin

tertinggi.

Kadar antosianin ekstrak

rosella diukur dengan

spektrofotometer pada = 517 nmyang merupakan panjang gelombang

maksimum dari sianidin 3-glikosida.

Kadar anthosianin diukur

menggunakan rumus sebagai berikut

(Shi et al., 1992 dalam Hanum, 2000):OD X 445,2

Konsentrasi antosianin (mg/ml) = -----------

-

x b

Rendemen =

kons. antosianin x fp x vol. ekstrak

---------------------------- x 100%

berat bahan

HASIL DAN PEMBAHASAN

Rendemen Ektrak Warna

Rendemen tertinggi sebesar

74,8% diperoleh pada ekstraksi

menggunakan pelarut air:asam

asetat:etanol = 2:1:2. Rendemen

produk terendah sebesar 65,6% pada

ekstraksi dengan menggu-nakan

perbandingan pelarut air : asam

asetat : etanol = 1:0:1. Hasil analisisrendemen disajikan pada Tabel 1.

Tabel 1.

Rendemen

produk pada

perla-kuan

perbandingan

pelarut

Perbandingan

Pelarut

(Air:Asam

Asetat: Etanol)

Rendemen

(%)

1 : 0 : 0 70,4c

2 : 1 : 2 74,8d

1 : 0 : 1 65,6a

2 : 0 : 1 68,6b

Nilai rata-rata yang diikuti oleh huruf

yang berbeda menunjukkan berbeda

nyata

Perbandingan pelarut air :asam asetat : alkohol = 2:1:2

menghasilkan rendemen warna

tertinggi. Hal ini ke-mungkinan

disebabkan adanya zat-zat lain yang

ikut terekstrak selain anto-sianin,

seperti senyawa fenol, tannin, vitamin

yang memiliki polaritas yang sesuai.

Menurut Pomeranz and Meloan (1994),

dalam melarutkan suatu kompo-nen

bahan, hal utama yang harus diper-

hatikan adalah pemilihan jenis pelarutyang mempunyai polaritas hampir

sama dengan bahan yang dilarutkan.

Efekti-fitas ekstraksi tidak dapat

dilepaskan dari kemampuan bahan

pengekstrak un-tuk melarutkan

senyawa yang diekstrak.

Kadar Antosianin

Berdasarkan analisis ragam

dike-tahui bahwa perbandingan jenis

pelarut berpengaruh nyata terhadap

kadar an-tosianin. Nilai rata –

rata

kadar antosia-nin pada perlakuan

perbandingan jenis pelarut disajikan

pada Tabel 2.

Tabel 2. Nilai

rata-rata kadar

antosianin pada

perlakuan

perbandingan

pelarut

Perbandingan

Pelarut(Air:Asam

Kadar

Antosianin

(%)





Asetat:Etanol)

1 : 0 : 0 3,07c

2 : 1 : 2 2,80b

1 : 0 : 1 2,40a

2 : 0 : 1 2,58ab

Nilai rata-rata yang diikuti oleh hurufyang berbeda menunjukkan berbeda

nyata

Tabel 2 menunjukkan bahwa

rata –rata kadar antosianin bunga

rosela ber-kisar antara 2,40 –3,07%.

Perbandingan air : asam asetat : etanol

(1:0:0) meng-hasilkan kadar

antosianin yang paling tinggi yaitu

3,07%. Perbandingan air : asam

asetat : etanol (1:0:1) menghasil-kan

kadar antosianin yang paling rendah

yaitu 2,40%.

Pada Tabel 2 diketahui bahwa

ka-dar antosianin paling tinggi

diperoleh dari ekstraksi dengan

menggunakan pelarut air : asam

asetat : etanol (1:0:0) jika

dibandingkan dengan perbandingan

pelarut yang lain. Hal ini menunjukan

bahwa antosianin pada bunga rosella

memiliki polaritas yang sama denganair. Sifat kepolaran pelarut

berpengaruh pada kadar antosianin

yang terekstrak.

Semakin polar pelarut maka

kadar antosianin semakin tinggi.

Menurut Sari (2005), ekstraksi

antosianin mengguna-kan pelarut air

dan pelarut yang dikom-binasi,

menunjukkan kadar yang lebih tinggi

dibandingkan ekstraksi dengan pelarutetanol, isopropanol, dan kom-binasi

etanol-isopropanol. Hal ini diper-kuat

oleh pernyataan Sudarmanto (1989),

yang menyatakan bahwa pigmen

antosianin bersifat larut dalam air.

Perlakuan terbaik pada

ekstraksi bunga rosela didasarkan

kadar antosia-nin pada ekstrak yang

tinggi, yaitu ka-dar antosianin yang

tertinggi terdapat pada perlakuan

perbandingan pelarut air : asam

asetat : etanol (1:0:0), oleh ka-rena itu

perlakuan tersebut yang dipilih.

Selanjutnya dilakukan analisis

stabilitas warna merah ekstrak bunga

rosela ter-hadap perubahan pH, kadar

gula, kadar garam, suhu, dan lama

pemanasan.

Hasil analisis stabilitas warna

me-rah ekstrak bunga Rosela terhadap

per-ubahan pH menunjukkan adanya

penga-ruh yang nyata. Nilai rata-rata

absor-bansi warna merah ekstrak

rosela disa-jikan pada Tabel 3.

Tabel 3. Nilai

rata-rata

absorbansi

war-na merah

rosela padaberbagai pH

Nilai pH

Rata-rata

Absorbansi

1

2

3

4

5

6

0,902c

0,293b

0,097a

0,104ab

0,106ab



nyata

Pada Tabel 3 terlihat bahwa

pada pH 1 memiliki rata-rata nilai

absorbansi yang paling tinggi.

Stabilitas warna yang ditunjukkan oleh

nilai absorbansi sangat dipengaruhi

oleh nilai pH. Semakin merah warna

rosela, maka nilai absorbansi semakin

tinggi. Pada pH 1 nilai absorbansinya

lebih tinggi kemu-dian terjadi

penurunan hingga pH 4, dan pada pH 5

tidak terjadi penurunan lagi. Hal ini

disebabkan karena antosianin

merupakan zat warna merah yang

stabil pada pH rendah, dan

stabilitasnya akan turun apabila pH

dinaikkan.

Perubahan warna akibat

pengaruh pH terjadi karena adanya

degradasi warna dari antosianin yang

disebabkan oleh kation flavilium yang

berwarna merah menjadi basa karbinoldan akhir-nya menjadi kalkon yang





tidak berwar-na. Menurut Sari (2005),

bahwa pada pH rendah sebagian besar

antosianin terda-pat dalam bentuk

kation flavilium yang berwarna merah,

sedangkan senyawa basa karbinol

yang tidak berwarna rela-tif kecil

jumlahnya. Peningkatan pH

memperbanyak senyawa basa karbinol

dan kalkon yang tidak berwarna. Hal

ini diperkuat oleh pernyataan

Sudarmanto (1989), bahwa inti

flavilium pigmen an-tosianin bersifat

defisien elektron se-hingga sangat

reaktif dan mudah dan mengalami

reaksi yang umumnya me-nyebabkan

dekolorasi warna yang tidak disukai

dalam pengolahan buah dan sa-yuran.

Stabilitas Warna Merah Rosela

terhadap Kadar Gula


me-rah dari ekstrak bunga rosela

terhadap perubahan kadar gula

terdapat pengaruh yang nyata. Nilai

rata-rata absorbansi warna merah

ekstrak rosela disajikan pada Tabel 4.

Tabel 4. Nilai

rata-rata

absorbansi eks-trak rosella pada

berbagai kadar

gula Kadar Gula

(%)

Rata-rata

Absorbansi

10 1,182d

20 1,090b

30 1,023ab

40 1,021ab

50 1,019a



nyata


pada kadar gula 20% memiliki rata-

rata nilai absorbansi yang paling tinggi,

sedang-kan pada kadar gula 50%

memiliki rata-rata nilai absorbansi

yang paling rendah. Kadar gula dapat

mempengaruhi stabili-tas warna

pigmen antosianin dari eks-trak bunga

rosela, namun warna terse-but cukup

stabil yang ditunjukkan oleh nilaiabsorbansi tidak berbeda nyata sampai

konsentrasi 40% dan turun pada

konsentrasi gula 50%.

Hal ini diduga adanya

penambahan gula yang tinggi

mengakibatkan degra-dasi warna dari

antosianin. Hal ini di-perkuat oleh

Sudarmanto (1989), bebe-rapa faktor

yang mempengaruhi laju ke-rusakan

antosianin selain lama penyim-panan

dan suhu yang tinggi, peningkatan

kadar gula akan mengurangi

kandungan pigmen.

Stabilitas Warna Merah Ekstrak Rosela

terhadap Kadar Garam


me-rah dari ekstrak bunga roselaterhadap kadar garam menunjukkan

pengaruh yang nyata. Nilai rata-rata

absorbansi warna merah rosela

terhadap perubahan kadar garam

disajikan pada Tabel 5.

Tabel 5. Nilai

rata-rata

absorbansi

war-na

merah rosela

pada berbagaikadar garam

Kadar Garam

(%)

Rata-rata

Absorbansi

2

4

6

8

10

1,040a

1,127b

1,141b

1,137b

1,139b



nyata


nilai absorbansi yang paling tinggi

terdapat pada kadar garam 6%,

sedangkan pada kadar garam 2%

memiliki rata-rata nilai absorbansi

yang paling rendah. Sema-kin

meningkat kadar garam sampai 4%,

maka warna merah ekstrak bunga

rosela semakin meningkat dan relatif

stabil pa-da kadar garam yang lebih

tinggi (4-10%). Hal ini diduga karenaadanya reaksi antara garam dan gugus





reaktif pada pigmen pemberi warna

merah se-hingga menghasilkan warna

yang lebih baik. Menurut Anonymous

(2006), untuk sirup, nektar dan

essence buah-buahan, penambahan

garam sampai 200 ppm dapat

membantu menstabilkan warnanya.


terhadap Suhu


merah ekstrak bunga rosela terhadap

perubahan suhu pengaruh yang nyata.

Nilai rata-rata absorbansi warna

merah rosela disajikan pada Tabel 6.

Tabel 6.

Nilai rata-

rataabsorbansi

war-na

merah

rosela pada

berbagai

suhu Suhu

(oC)

Rata-rata

Absorbansi

60

70

80

90100

0,344c

0,326c

0,336c

0,285b0,264a



nyata

bahan struktur sehingga terjadi pemu-

catan.


terhadap Lama Pemanasan


me-rah ekstrak bunga rosela terhadap

pe-ngaruh lama pemanasan

menunjukkan tidak berpengaruh nyata.

Nilai rata-rata absorbansi warna

merah ekstrak rosela disajikan pada

Table 7.

Tabel 7.

Rata-rata

nilai

absorbansi

war-na pada

berbagai lamapemanasan

Rata-rata

Absorbansi

Lama

Pemanasan

(menit)

0

30

60

90

0,261a

0,250a

0,249a

0,244a



nyata

Pada Tabel 7 terlihat bahwa pada

waktu pemanasan 0 menit memiliki ra-

ta-rata nilai absorbansi yang paling,

se-dangkan pada waktu pemanasan 90

me-nit memiliki rata-rata nilai

absorbansi yang paling rendah. Namun

secara sta-tistik tidak berbeda nyata.


se-makin lama waktu pemanasan maka

nilai absorbansi cenderung menurun

meski-pun secara statistik tidak

berbeda nyata. Hal ini diduga dengan

semakin lamanya waktu pemanasan

maka akan mengaki-batkan pigmen

antosianin mengalami perubahan

struktur sehingga tidak mampu

memberikan efek warna sepertisemula. Hal ini sesuai pendapat Sari

(2005) bahwa perlakuan pemanasan

su-hu 100OC mengalami penurunan

retensi warna paling tinggi pada waktu

240 me-nit. Hanum (2000) juga

menunjukkan bahwa pemanasan pada

suhu 100oC se-lama 8 jam terus

menerus dapat menu-runkan stabilitas

antosianin dari bekatul beras ketan

hitam

Menurut Sutrisno (1987) suhu

dan lama pemanasan menyebabkan

dekom-posisi dan perubahan struktur

sehingga terjadi pemucatan. Hal ini

diperkuat oleh Wijaya dkk (2001) yang

menyatakan bahwa penurunan

stabilitas warna kare-na suhu yang

tinggi diduga akibat terja-dinya

dekomposisi antosianin dari ben-tuk

aglikon menjadi kalkon.






pada Pembuatan Jeli dan Minuman Jeli

Hasil pengamatan warna rosela

pada pembuatan jeli dan minuman jeli

disajikan pada Tabel 8.

Tabel 8.

Rata-rata

nilai

absorban

si war-

na pada

jeli dan

minuman

jeli

Absorbans

i Ekstrak

Warna

Absorbans

i Jeli

Absorbans

i Minuman

Jeli

0,104 0,038 0,065Dari Tabel 8 diketahui bahwa ekstrak

warna merah rosela kurang sta-bil jika

diaplikasikan untuk pembuatan jeli dan

minuman jeli, yang ditunjukkan oleh

penurunan nilai absorbansi.

KESIMPULAN

Perlakuan terbaik untuk

ekstraksi zat warna merah bunga

rosela adalah perbandingan jenis

pelarut air : asam asetat : etanol =

1:0:0 yang menghasilkan ekstrak

warna dengan konsentrasi antosianin

3,07%. Warna merah antosianin dari

bunga rosela kurang stabil terhadap

perubahan pH, stabil pada perubahan

kadar gula sampai dengan 50%, stabil

pada kadar garam antara 2-10%, stabil

pada perubahan suhu sampai dengan

100OC, dan lama pemanasan sampai 90

menit, serta kurang stabil pada

pembuatan jeli dan minuman jeli.

DAFTAR PUSTAKA

Anonymous. 2006. Pewarna Pangan.www.ebookpangan.com. Tanggalakses 1 Desember 2006Hanum, T. 2000. Ekstraksi dan

stabilitas zat pewarna alami dari katulberas ketan hitam (Oryza Jurnal

Teknologi Pertanian Vol. 11 No. 2(Agustus 2010) 87 – 93 93





Valensi Vol. 2 No. 3, Nop 2011 (459-467) ISSN : 1978 - 8193 459

Ekstraksi dan Uji Stabilitas Zat Warna Alami dari Bunga Kembang Sepatu

(H ibiscus rosa-sinensis L) dan Bunga Rosela (Hibiscus sabdar if fa L) Yusraini Dian Inayati Siregar, Nurlela

Program Studi Kimia, Fakultas Sains dan Teknologi,

Universitas Islam Negeri (UIN) Syarif Hidayatullah Jakarta,Jl. Ir. H. Juanda No.95 Ciputat, Jakarta, 15412

[email protected]

Abstrak Ekstraksi dan Uji Stabilitas Zat Warna Alami dari Bunga Kembang Sepatu ( Hibiscus rosa-sinensis L) dan Bunga Rosela( Hibiscus sabdariffa L) telah dilakukan. Ekstraksi dilakukan dengan metode maserasi menggunakan pelarut air pada temperatur

optimum sebesar 90°C dan pelarut etanol pada konsentrasi 96 % (v/v). Hasil ekstrasi diuji stabilitas warnanya dengan

spektometri. Uji stabilitas warna memberikan hasil sebagai berikut: a) Lama penyimpanan, lama penyinaran dengan mataharidan dengan sinar lampu dapat mempengaruhi stabilitas zat warna ekstrak Hibiscus rosa-sinensis L dan Hibiscus sabdariffa L

dengan meningkatnya nilai absorbansi pada kedua ekstrak sehingga warna berubah dari merah menjadi biru keunguan sehingga

panjang gelombang menjadi lebih pendek sebagai akibat dari penyerapan sinar. b) Penambahan oksidator, H2O2 dapat

mempengaruhi stabilitas zat warna ekstrak Hibiscus rosa-sinensis L dan Hibiscus sabdariffa L dengan perubahan dari ekstrak berwarna menjadi ekstrak tidak berwarna. c) Nilai pH yang semakin meningkat, dari pH 4 ke pH 5, mempengaruhi stabilitas zat

warna ekstrak Hibiscus rosa-sinensis L dan Hibiscus sabdariffa L dengan perubahan ekstrak berwarna menjadi tidak berwarna.

Kata Kunci: Ekstraksi, Hibiscus rosa-sinensis L, Hibiscus sabdariffa L, Spektrometri.

Abstract Extraction and Stability Tests of Natural Dye Hibiscus Flower ( Hibiscus rosa-sinensis L) and Rosela Flower ( Hibiscus

sabdariffa L) has been done. Extraction was perfomed by mean of maceration using water at 90°C as optimum temperature andusing etanol 90 % (v/v). Color stability test was conducted on extracted substance by using spectrometry method. The dye

stability test gave the following results: a) The storage condition, sunlight and lamp light can affect the stability of the dye

extracts of Hibiscus rosa-sinensis L and Hibiscus sabdariffa L by increasing absorbance level in both extracts so that the colorchanges from red to purple to blue and the wavelengths become shorter as a result of ray absorption, b) The addition of an

oxidant, hydrogen peroxide can affect the stability of the dye extracts of Hibiscus rosa-sinensis L and Hibiscus sabdariffa L

through changing in color into colorless extract, c) The increasing level of pH, from pH 4 to pH 5, can affect the stability of the

dye extracts of Hibiscus rosa-sinensis L and Hibiscus sabdariffa L through changing in color into colorless extract.Keywords: Extraction, Hibiscus rosa-sinensis L, Hibiscus sabdariffa L, Spectrophotometry UV-Vis

1. PENDAHULUAN

Saat ini sering ditemukan penggunaan pewarna sintetik dalam berbagi macamindustri seperti tekstil, makanan, dan obat.

Pewarna sintetik sendiri dapat berdampak buruk terhadap kesehatan dan jugalingkungan. Dalam peraturan menterikesehatan sudah dijelaskan penggunaan pewarna sintetik dalam industri- industri

tersebut. Pada setiap industri memiliki kadaryang telah ditentukan. Khususnya dalam bidang makanan dan obat, pemerintah dalamhal ini melalui menteri kesehatan mengaturdengan ketat pewarnaan sintetik pada bahan

makanan dan obat, karena bahayanya yang

bisa ditimbulkan. Bahan pewarna dapat

digolongkan ke dalam empat golongan

yaitu bahan pewarna sintesis, bahan

pewarna yang dibuat mirip dengan bahan

pewarna alami, bahan pewarna anorganik

dan bahan pewarna alami. Bahan

pewarna alami untuk makanan paling

banyak dibuat dari ekstrak tumbuhan,

tetapi ada juga dari sumber lain seperti

serangga, ganggang, cyanobacteria, dan

jamur (Mortensen, 2006). Beberapa

tanaman telah diteliti sebagai bahan

pewarna alami diantaranya adalahekstrak bunga Tagetes erecta L sebagai

pewarna tekstil (Jothi, 2008), ekstrak

antosianin dari Red cabbage (Xavier et al.

2008), ekstrak daun tanaman Indigofera

tinctoria Linn. dan ekstrak daun tanaman

Baphicacanthus cusia Brem (Chanayath,

et. al , 2002). Bahan pewarna alami

dipilih berdasarkan ketersedian di alam,

dan kemudahan untuk memperolehnya.

Bunga Kembang Sepatu ( Hibiscus rosa-

sinensis L) dan Bunga Rosella ( Hibiscus

sabdariffa L) banyak tersedia di sekitar

kita, namun pemanfaatan sebagai

pewarna alami belum banyak diteliti,

oleh sebab itu perlu dilakukan penelitian

ekstrak Bunga Kembang Sepatu dan

Rosella sebagai zat pewarna alami.

Kembang sepatu ( Hibiscus rosa-sinensis

L) adalah tanaman semak suku

Malvaceae yang berasal dari Asia Timur

dan banyak ditanam sebgai tanaman hiasdi daerah tropis dan subtropis. Bunga

besar dan berwarna merah. Pemanfaatan

bunga kembang sepatu selain sebagai





tanaman hias, bunga kembang sepatu

dipercaya oleh masyarakat sebagai obat

demam, batuk dan sariawan, sedangkan

sebagai bahan pewarna belum banyak

digunakan. Bunga Rosella ( Hibiscus

sabdariffa L) adalah tanaman dari familikembang sepatu. Konon tananaman ini

berasal dari Afrika dan Timur Tengah.

Tanaman perdu ini bisa mencapai 3-5

meter tingginya. Jika sudah dewasa,

tanaman ini akan mengeluarkan bunga

berwarna merah. Pemanfaatan bunga

Rosella sebagai tanaman hias, juga

dipercaya oleh masyarakat sebagai obat

memperlancar peredaran darah dan

mencegah tekanan darah tinggi,

sedangkan sebagai bahan pewarna belum banyak digunakan. Oleh sebab itu perlu

dilakukan kajian pemanfaatan bunga

Kembang Sepatu dan Rosella sebagai zat

pewarna alami, selain dapat

mempercantik penampilan makanan,

diharapkan juga dapat memberikan

pengaruh yang baik bagi kesehatan. Zat

warna dari tanaman dapat diambil

dengan menggunakan teknik ekstraksi,

diantaranya adalah ekstraksi dengan

menggunakan pelarut air atau etanol.

Silva, et al (2008) telah melakukanekstraksi pada biji Bixa orellana L.

dengan menggunakan pelarut super kritis

karbon dioksida. Ekstraksi juga dapat

dilakukan dengan bantuan enzim

hidrolisis (Kim, et. al , 2005). Teknik

ekstraksi dipilih berdasarkan

kemudahnnya dan banyaknya zat warna

yang berhasil terekstrak.Penelitian yang dilakukan bertujuan untukmengekstraksi bunga kembang sepatu dan

bunga rosella dengan mencari temperaturyang optimum untuk mendapatkan pigmendari bunga Kembang Sepatu dan bungaRosella dengan pelarut air dan etanol, selainitu dilakukan juga uji stabilitas zat warna.Analisa kadar zat warna dilakukan dengan

2. METODE PENELITIAN

Tempat dan Waktu

PelaksanaanPenelitian ini dilaksanakan

pada Maret-Agustus 2011, mulai persiapan sampai dengan penulisan

laporan. Penelitian akan dilakukan di

Laboratorium Kimia PLT UIN Jakarta.

Alat dan Bahan Alat yang digunakan

adalah serangkaian alat gelas, alat analisa

spektrofotometer UV-Vis. Bahan baku

yang digunakan adalah bunga Kembang

Sepatu ( Hibiscus rosa sinensis L.), bunga

Rosella ( Hibiscus sabdariffa L.) dan

pewarna makanan sintetik Red 3. Pelarut

yang digunakan adalah air dan etanol.

Serta H2O2, buffer sitrat pH 3, pH 4, dan

pH 5.Prosedur Penelitian

Prosedur percobaan meliputi penyiapan bahan baku, ekstraksi dan uji stabilitas warna.Pada tahap ekstraksi, bunga KembangSepatu dan bunga Rosella dipotong denganukuran 1 cm dan dihaluskan dengan mortar.

Kemudian diekstraksi dengan perbandingan1 gram bunga segar :1 ml

pelarut. Proses ekstraksi menggunakan pelarut air pada temperatur (30°C, 40°C,

50°C, 60°C, 70°C, 80°C dan 90°C)menggunakan penangas air. Hasil ekstraksi

diuji absorbansinya dengan spektrofotometer pada panjang gelombang maksimum yaitu pada 530 nm untuk ekstrak bunga KembangSepatu dan 520 nm untuk ekstrak bungaRosella. Proses ekstraksi menggunakan

pelarut etanol dilakukan dengan variasikonsentrasi etanol 20 %, 40 %, 60 %, 80 %dan 96 % pada temperatur ruang. Hasilekstraksi diuji absorbansinya dengan

spektrofotometer pada panjang gelombangmaksimum yaitu pada 530 nm untuk ekstrak bunga Kembang Sepatu dan 540 nm untukekstrak bunga Rosella. Tahap akhir adalah

uji stabilitas warna terhadap pengaruhlingkungan.

Uji Stabilias Warna

Pengaruh Kondisi Penyimpanan

Sampel disimpan pada temperatur kamaryaitu 27 °C dan pada temperatur 9 °C.Setelah 2 hari dilakukan pengenceran yaitudengan cara pigmen cair dilarutkan sebanyak2 mL dalam 100 mL air kemudian diukur

absorbansinya pada panjang gelombangmaksimum dan dilakukan pengulangansebanyak tiga kali. Dilakukan hal yang samaterhadap pewarna sintetik Red 3 sebagai

pembanding.Pengaruh Sinar M atahari

Sepuluh mL dari larutan dimasukkan kedalam tabung reaksi kemudian dijemur





dibawah sinar matahari interval 3 jam sekalidilakukan pengukuran absorbansi pada panjang gelombang maksimum dandilakukan pengulangan sebanyak tiga kali.Dilakukan hal yang sama terhadap pewarna

sintetik Red 3 sebagai pembanding.Pengaruh Sinar Lampu

Sepuluh mL larutan dimasukkan ke dalam

tabung reaksi kemudian disinari oleh lampudengan kekuatan 20 watt selama 48 jam dan

setiap 12 jam sekali dilakukan pengamatanterhadap absorbansinya pada panjanggelombang maksimum dan dilakukan

pengulangan sebanyak tiga kali. Dilakukanhal yang sama terhadap pewarna sintetik Red

3 sebagai pembanding.Pengaruh Oksidator

Sepuluh mL dari larutan masing-masingdimasukkan ke dalam tabung reaksi danditambahkan oksidator H2O2. Sebanyak 1

mL kemudian setiap 3 jam sekali dilakukan pengukuran absorbansi pada panjanggelombang maksimum dan dilakukan pengulangan sebanyak tiga kali. Dilakukanhal yang sama terhadap pewarna sintetik Red3 sebagai pembanding.

Pengaruh pH

Ekstrak pigmen dibuat dalam 3 tingkatankeasaman (pH: 3, 4 dan 5). Sampel pigmen

sebanyak 2 ml dilarutkan dalam 100 ml buffer asam sitrat sesuai dengan variasi pH.Kemudian dilakukan pengukuran absorbansi pada panjang gelombang maksimum dandilakukan pengulangan sebanyak tiga kali.Dilakukan hal yang sama terhadap pewarnasintetik Red 3 sebagai pembanding.

3. HASIL DAN PEMBAHASAN

Optimasi Ekstraksi

Pada tahap ini dilakukan optimasi metodeekstraksi, dengan metode maserasi dan

pelarut yang digunakan adalah air danetanol. Ekstraksi dengan metode maserasi

didasarkan pada sifat kelarutan darikomponen di dalam pelarut yang digunakan.Metode maserasi juga mudah dilakukansehingga bisa langsung diaplikasikan dalamindustri rumah tangga.

Pemilihan pelarut yang digunakan adalah airdan etanol. Hal ini karena air merupakan pelarut polar. Air dapat larut atau bercampurdengan senyawa polar atau mempunyai nilai

kepolaran yang hampir sama. Air jugamerupakan pelarut yang aman untukdikonsumsi. Ekstrak yang akan diambil berupa antosianin yang merupakan senyawa

polar, sehingga antosianin dapat bercampuratau larut dalam pelarut air.Waktu yang dibutuhkan dengan metodemaserasi ini adalah 120 menit, karenamenurut penelitian yang telah dilakukan oleh

Inayati (2009) tentang ekstraksi bungaKembang Sepatu dengan variasi lamanyawaktu maserasi didapatkan nilai absorbansi

maksimum pada 120 menit. Begitu puladengan perbandingan yang digunakan antara

sampel dengan pelarut adalah 1:1 karenadihasilkan nilai absorbansi yang maksimum(Inayati, 2099).

Maserasi dengan pelarut air menggunakanvariasi temperatur 30 °C, 40 °C, 50 °C, 60

°C, 70 °C, 80 °C dan 90 °C. Adapun hasil pengukuran spektrofotometer visibel dari

ekstrak bunga Kembang Sepatu dan Rosellamenggunakan pelarut air ditampilkan dalamGambar 1.

Gambar 1. Grafik hubungan absorbansi dengan variasi

temperatur maserasi bunga Kembang Sepatu danRosella.

Dari Gambar 1 dapat dilihat terjadinya peningkatan dan penurunan nilai absorbansiyang dihasilkan. Untuk bunga Kembang

Sepatu, nilai absorbansi naik dari 30 °C - 40°C dan turun pada temperatur 70 °C.

Kemudian naik kembali pada temperatur 90°C. Untuk bunga Rosella, nilai absorbansiyang dihasilkan cenderung meningkat seiring

dengan meningkatnya temperatur maserasi,yaitu pada temperatur 90 °C. Nilai

absorbansi maksimum pada temperatur 90°C untuk bunga Kembang Sepatu sebesar0,920 dan bunga Rosella sebesar 0,987.

Sehingga, untuk langkah selanjutnya yangdigunakan adalah kondisi optimum ini.

Jika melihat hasil tersebut, hal ini sesuaidengan penelitian yang telah dilakukan olehMardiah (2010), dengan membandingkan

temperatur ekstraksi antara temperatur kamardengan temperatur 60 °C didapatkan hasil

ekstrak terbaik pada temperatur 60 °C,karena semakin tinggi temperatur ekstraksimaka kecepatan perpindahan massa dari

solut ke solven akan semakin tinggi karena





temperatur mempengaruhi nilai koefisientransfer massa dari suatu komponen.Pada penggunaan pelarut etanol denganvariasi konsentrasi 20%, 40%, 60%, 80%dan 96%.

Gambar 2 menunjukkan bahwa terjadi peningkatan nilai absorbansi seiring

kenaikan konsentrasi etanol.

Gambar 2. Grafik hubungan absorbansi dengan variasikonsentrasi etanol terhadap bunga Kembang Sepatu

dan Rosella.

Pada konsentrasi 20% nilai absorbansi bungaKembang Sepatu adalah 0,359 dan Rosellaadalah 0,535. Kemudian nilai absorbansimeningkat dan didapatkan nilai absorbansioptimum pada konsentrasi 96 %, dengannilai absorbansi bunga Kembang Sepatusebesar 0,684 dan Rosella sebesar 0,664.

Nilai absorbansi yang meningkat inimenandakan banyaknya konsentrasi pigmenyang terekstrak.Etanol dengan konsentrasi 75 % dan 96 %sering digunakan sebagai pelarut dalamsebuah penelitian. Namun dalam penelitianini, ekstraksi antosianin dengan etanol 96 %menunjukkan hasil yang lebih baik daripadadengan etanol 75 %. Oleh sebab itu, pada pengujian stabilitas zat warna ekstrak bungaKembang Sepatu dan bunga Rosellamenggunakan konsentrasi etanol 96 %.

Hasil ini dapat diperkuat dengan penelitianyang dilakukan oleh Saati (2002) untukekstraksi antosianin dari Bunga Pacar Air, pelarut yang paling baik digunakan adalahetanol 95 %. Begitu juga dengan penelitianWijaya (2001) tentang ekstraksi pigmen darikulit buah rambutan. Hal ini disebabkantingkat kepolaran antosianin hampir samadengan etanol 95 % sehingga dapat larutdengan baik pada etanol 95 % (Samsudin &

Khoiruddin, 2011).

Uji Stabilitas Zat Warna

Setelah didapatkan hasil dari ekstraksi, yaitumaserasi dengan pelarut air pada temperatur90° C, sedangkan untuk pelarut etanoldimaserasi pada konsentrasi 96 %.

Kemudian dilanjutkan dengan uji stabilitaszat warna dari bunga Kembang Sepatu, bunga Rosella dengan berbagai pengaruhlingkungan seperti cahaya, pH dan oksidator.Selain itu dilakukan pengukuran terhadap

pewarnamakanan sintetik yang dijadikan sebagai pembanding, yaitu Karmoisin atau red 3.

Pengaruh Lama Penyimpanan

Pada uji stabilitas warna dengan pengaruh

lama penyimpanan ekstrak dilakukan selama48 jam. Intensitas warna setelah penyimpanan dengan pelarut air dan pelarut

etanol menunjukkan perubahan baik padatemperatur 27 °C maupun temperatur 9 °C.

Perubahan yang terjadi ditandai dengan perubahan nilai absorbansi.

Lama penyimpanan dengan kondisi yang berbeda dapat meningkatkan nilai absorbansizat warna ekstrak bunga Kembang Sepatu

dan bunga Rosella. Ekstrak air bungaKembang Sepatu mempunyai persentasenilai absorbansi lebih tinggi dibandingkandengan ekstrak air bunga Rosella. Persentaseekstrak air bunga Kembang Sepatu pada 9°C dan 27 °C masing-masing sebesar 12,1 %dan 38,6 %. Dan jika dibandingkan dengantemperatur penyimpanan, persentase nilaiabsorbansi pada temperatur 27 °C lebih besar

dibandingkan pada temperatur 9 °C (Tabel1).

Tabel 1.

Pe

rsent

as

e

Bunga

Ke

mb

an

g

Se

pat

u

(%

)

Bunga

Ro

sell

a

(%

)

Pewarna

red

3

(%

)

a b a b a b

9 °C 12.1 1.49 10.37 13.51 * *

27 38.6 5.97 3.8 20.27 * *

Begitu pula dengan ekstrak yangmenggunakan pelarut etanol yangmengalami perubahan persentase setelah penyimpanan. Persentase nilai absorbansiekstrak etanol pada temperatur penyimpanan27 °C lebih besar dibandingkan pada

temperatur 9 °C. Persentase nilai absorbansi pada temperatur 27 °C dari ekstrak bungaKembang Sepatu dan bunga Rosella masing-

masing sebesar 5,97 % dan 20,27 % (Tabel1).Dari kedua data tersebut diketahui bahwanilai absorbansi lebih tinggi terjadi pada





penyimpanan dengan temperatur 27 °Cdibandingkan pada temperatur 9 °C. Hal inisesuai dengan penelitian yang telahdilakukan oleh McLellan dan Cash (dalamSamsuddin & Khoiruddin, 2011),

penyimpanan pada temperatur 1,6 °Cmerupakan kondisi yang paling baikdibandingkan dengan temperatur 18,3 °C dan

37,2 °C. Perubahan saat penyimpanandimungkinkan karena: 1) Reaksi

kopigmentasi, 2) Diduga ekstrak masihmengandung enzim polifenolase yangmengkatalis reaksi pencoklatan. Hal tersebut

yang menyebabkan kenaikan intensitaswarna. Dan penyimpanan pada kondisi

dingin dapat menghambat reaksi tersebut. Namun, jika dibandingkan dengan kedua

ekstrak bunga tersebut, persentase perubahannilai absorbansi pada pewarna makanansintetik red 3 sangatlah kecil. Persentase

nilai sangat kecil ini menandakan tidakterjadi perubahan yang signifikan atau bisadibilang mempunyai nilai absorbansi yangrelatif stabil. Hal ini bisa disebabkan karena pewarna makanan sintetik yang beredar di pasaran sudah diformulasi agar dapat tahanlama dan stabil pada berbagai macamkondisi (Cevallos, et al , 2004).

Pengaruh Lama Penyinaran Matahari

Sinar merupakan salah satu faktor yangdapat mempengaruhi stabilitas antosianin.Sinar matahari merupakan salah satu kondisiyang menyebabkan terjadinya perubahanwarna. Benda-benda di sekitar manusia jikadiamati akan terlihat bahwa benda-bendatersebut akan mengalami perubahan warnalebih cepat dengan benda-benda yang tidakterkena sinar matahari langsung. Begitu puladengan zat warna dari ekstrak bungaKembang Sepatu dan Rosella.

Pengaruh sinar terhadap perubahan zat

warna antosianin ekstrak air dan ekstraketanol bunga Kembang Sepatu dan bungaRosella ditampilkan dalam Tabel 2 sebagai persentase perubahan nilai absorbansi akibatlama penyinaran matahari.. Tabel 2memberikan gambaran bahwa, baik ekstrakair dan ekstrak etanol bunga KembangSepatu dan bunga Rosella mengalamikenaikan nilai absorbansi, sedangkan untuk pembanding pewarna sintetik red 3cenderung lebih stabil. Hal ini dapatdijelaskan karena adanya sinar mataharimenyebabkan absorbansi semakin besardengan lamanya penyinaran matahari.Matahari adalah sumber sinar utama untuk bumi dan atmosfir yang memiliki besaran

energi. Energi ini diserap oleh ekstraksehingga menyebabkan warna berubah ke

Ekstrak Pelarut air Pelarut etanol

(0-48 jam) (0-48 jam)

Bunga

Kemba

ng

Sepatu

(%)

52.45 30.33

Bunga Rosella

(%)

-14.46 1.36

Pewarna red 3

(%)2.48 4.04

panjang gelombang yang lebih

pendek. Alasan ini sesuai dengan

penelitian Samsudin & Khoruddin

(2011), yaitu energi yang datang dari

matahari disebut insolasi. Insolasi ini

tediri atas sinar-sinar radiasi yang

tersusun dari bermacam-macampanjang gelombang. Sinar dengan

panjang gelombang lebih pendek akan

menghasilkan efek fitokimia tertentu

dan mampu mempercepat proses

oksidasi biomolekul juga proses

kematangan buah. Tabel 2

Persentase

kenaikan nilai absorbansi akibat lama

penyinaran matahari.Ekstrak Pelarut air Pelarut etanol

(0-3 jam) (0-6 jam) (0-3 jam) (0-6 jam)

Bunga

K

e

m

b

a

n

g

S

e

p

a

t

u

(

%

)

37.59 63.02 * 12.82

Bunga

R

o

s

el

la

(

%

)

9.44 11.03 * *

Pewarna

r

e

d

3

(%

)

0.16 0.16 * 0.16





Pengaruh Lama Penyinaran Lampu

Nilai absorbansi cenderung

mengalami kenaikan, baik pada bunga

Kembang sepatu maupun bunga

Rosella (Tabel 3). Terjadinya

perubahan nilai absorbansi karenapemaparan sinar lampu menyebabkan

pula perubahan warna pada kedua

ekstrak. Sehingga panjang gelombang

yang dihasilkan menjadi turun. Hal ini

disebabkan karena antosianin

memiliki kecenderungan yang kuat

mengabsorbsi sinar tampak dan

energi radiasi sinar menyebabkan

efek fotokimia pada spektrum tampak

dan mengakibatkan perubahan warna(Lidya, et al , 2001). Tabel 3

Persentase

perubahan nilai absorbansi akibat lama

penyinaran Lampu.Ekstrak Pelarut air Pelarut etanol

(0-48 jam) (0-48 jam)

Bunga Kembang

Sepatu

(%)

52.45 30.33

Bunga Rosella (%) -14.46 1.36

Pewarna red 3 (%) 2.48 4.04

Ekstrak Kembang Sepatu dan bunga

Rosella dengan pelarut air

menunjukkan perubahan yang lebihnyata. Ekstrak mulai mengalami

perubahan pada waktu 24 jam dan

semakin nyata pada waktu 48 jam.

Kekentalan yang terjadi pada ekstrak

bunga Rosella dengan pelarut air

berdasarkan percobaan yang telah

dilakukan, ekstrak bunga Rosella

yang diperoleh melalui proses

ekstraksi secara maserasi dengan

pelarut air, diduga masih banyakmengandung gum dan gula. Hal

tersebut menyebabkan ekstrak

memiliki tekstur yang padat dan

lengket. Ekstraksi dengan pelarut

etanol 95% digunakan untuk mengikat

gum dan gula yang masih terekstrak

(Catrien, 2009). Pengaruh Waktu

Penambahan Oksidator Pengujian

selanjutnya pada perlakuan

penambahan oksidator. Oksidator

yang digunakan berupa hidrogenperoksida, yang merupakan oksidator

lemah. Peningkatan waktu

penambahan oksidator menyebabkan

terjadinya degradasi warna. Hasil

analisa dengan menggunakan

spektrofotometer menunjukkan,

terjadi penurunan warna yang

ditandai dengan penurunan nilai

absorbansi (Gambar 3). Pengukuran

dilakukan selama 6 jam denganpengukuran setiap 3 jam.

Gambar 3 Grafik hubungan absorbansi

dengan pengaruh oksidator ekstrak

Kembang Sepatu, bunga Rosella dan

pewarna sintetik Red 3.

Setelah dilakukan pengukuran pada waktu 6 jam, didapatkan nilai absorbansi yangmenurun pada kedua ekstrak bunga dengan pelarut air dan etanol. Pada pelarut air

ekstrak bunga Kembang Sepatu menurun

sebesar 40,95 %. Begitu pula dengan ekstrak bunga Rosella yang mengalami penurunansebesar 48,4 % (Gambar 3). Hal yang samaterjadi pula pada ekstrak etanol bunga

Kembang Sepatu dan bunga Rosella. Jikadilihat dari Gambar 3, grafik terlihatmenurun. Penurunan yang terjadi baik pada bunga Kembang Sepatu dan bunga Rosella

masing-masing sebesar 12,5 % dan 79,09 %.

Penurunan nilai absorbansi ini sebandingdengan penurunan intensitas warna (warnaekstrak menjadi semakin pudar).





Berkurangnya intensitas warna akibat penambahan oksidator diakibatkan penyerangan pada gugus reaktif pemberiwarna oleh oksidator, sehingga gugus reaktifyang memberikan warna berubah menjadi

tidak memberi warna. Oksidator dalamlarutan menyebabkan kation flavilium yang berwarna merah kehilangan proton dan

berubah menjadi karbinol yang tidakmemberikan warna.

Antosianin atau antosianidin yang tidakmengandung gugus-gugus hidroksil bebasdan terikat bersebelahan, bereaksi dengan

hidrogen peroksida menghasilkan turunanasam benzoat. Reaksi penguraian oleh

hidrogen peroksida ini terjadi karena pemutusan ikatan antara atom C-2 dan atom

C- 3 dari cincin piroksinum (Gambar 4).

Gambar 4. Reaksi yang terjadi karena penambahan

Hidrogen peroksida. (Sumber: Achmad, 1986)

Pengaruh Penambahan pH

Faktor lain yang mempengaruhi stabilitas

antosianin adalah pH. Dari penelitian yangtelah dilakukan dapat diukur nilaiabsorbansinya. Pembacaan nilai absorbansiuntuk semua sampel mengalami penurunandengan meningkatnya nilai pH, dari nilai pH

3 sampai nilai pH 5. Hal ini berlaku untukekstrak yang menggunakan pelarut airmaupun pelarut etanol.Gambar 5 menunjukkan bahwa nilaiabsorbansi ekstrak air dan ekstrak etanol

bunga Kembang Sepatu dan bunga Rosellameningkat pada pH 3. Peningkatan padaekstrak air bunga Kembang Sepatu dan bunga Rosella masing-masing sebesar56,08 % dan 48,04 %. Penurunan warna

kemudian terjadi pada pH 4 dan pH 5. Pada pH 4 dan pH 5 kation flavilium yang berwarna merah akan terhidrasi menjadi

karbinol yang tidak berwarna (Cevallos &Zevallos, 2003).

Gambar 5

Grafik hubungan absorbansi

dengan penambahan buffer pH ekstrak

bunga Kembang Sepatu, bunga Rosella dan

pewarna sintetik Red 3 dengan pelarut air

(a) dan etanol (b).

Juga telah dilakukan penelitian oleh Laleh,et. al (2006) terhadap stabilitas antosianindari buah Berberies terhadap pengaruh pH,dengan meningkatnya pH menyebabkankerusakan nyata terhadap antosianin dari

sampel Berberies tersebut. Garam flaviliumhanya stabil pada kondisi asam yang tinggi.Garam ini kehilangan proton dalam pH yang

tinggi dan berubah bentuk menjadi basakuinodal, yang merupakan pigmen yang

tidak stabil, dan dengan cepat terikat dengan

air dan mempunyai bentuk senyawa tak berwarna bernama kromenol.Gambar 6 adalah reaksi yang terjadi akibat penambahan pH. Secara umum, pH di bawah2, antosianin berada pada bentuk kation

flavilium merah. Ketika pH >2, terjadi pelepasan cepat proton dari pewarna merahatau bentuk kuinonoidal biru. Kemudian,

kation flavilium berubah dari hidrat menjadikarbinol atau pseudobase tak berwarna,

sebanding dengan pembukaan bentukcalkon, yang tidak berwarna juga.





Gambar 6. Perubahan struktur akibat pengaruh

penambahan buffer pH (Sumber: Lee, et. al , 2005).

4. KESIMPULAN

Hibiscus rosa-sinensis L dan Hibiscus sabdariffa Ldapat terekstrasi dengan baik dengan metodemaserasi menggunakan pelarut air padakondisi optimum 90°C dan etanol padakondisi optimum 96% dan uji stabilitaswarna :

a. Lama penyimpanan dapat meningkatkan persentase nilai absorbansi pada ekstrak air pada temperatur 9 °C dan 27 °C bungaKembang Sepatu masing-masing sebesar12,1% dan 38,6% dan bunga Rosellamasing-masing 10,37% dan 3,8%.Sedangkan ekstrak etanol pada temperatur 9°C dan 27 °C bunga Kembang Sepatumasing-masing sebesar 1,49% dan 5,97%dan bunga Rosella masing-masing 13,51%dan 20,27%.

b. Lama penyinaran matahari dan lampu dapatmempengaruhi stabilitas zat warna ekstrakBunga Kembang Sepatu dan bunga Roselladengan berubahnya intensitas warnasehingga panjang gelombang menjadi turunakibat adanya radiasi atau energi dari

matahari atau lampu.c. Lama waktu penambahan oksidator

mengakibatkan terjadinya perubahan ekstrakBunga Kembang Sepatu dan bunga Rosella.

Perubahan ditunjukkan dari ekstrak berwarnamerah (dalam bentuk kation flavilium)menjadi tidak berwarna karena menghasilkanturunan asam benzoat.

d. Nilai pH mempengaruhi stabilitas zat warna

ekstrak Bunga Kembang Sepatu dan bungaRosella. Semakin naik nilai pH, semakin

turun nilai absorbansi yang dihasilkan.Penurunan ini karena adanya perubahanekstrak berwarna merah menjadi tidak berwarna karena terbentuknya basa karbinol.

UCAPAN TERIMAKASIH Penulis mengucapkan terimakasih kepada Fakultas

Sains dan Teknologi UIN Syarif

Hidayatullah Jakarta yang telah mendanai penelitian ini.

DAFTAR PUSTAKA

1. Achmad, S. A., 1986, Kimia Organik Bahan Alam.Jakarta: Karunika. Universitas Terbuka.

Valensi Vol. 2 No. 3, Nop 2011 (459-467) ISSN : 1978 -

8193 467

2. Catrien, 2009, Pengaruh Kopigmentasi Pewarna AlamiAntosianin dari Rosela ( Hibiscus Sabdariffa L.)

dengan Rosmarinic Acid Terhadap Stabilitas Warna

pada Model Minuman Ringan, Skripsi. FakultasTeknologi Pertanian. Institut Pertanian Bogor.

3. Cevallos-Casals, B. A., and Cisneros-Zevallos, 2003, L.Stability of anthocynin-based aqueos extracts of

Andean purple corn and red-fleshed sweet potato

compared to synthetic and natural colorant. Food

Chemistry, Vol. 86, pp. 69-77. Elsevier

4. Chanayath, N., Lhieochaipant, S., and Phutrakul,

S.,2000, Pigment Extraction Techniques from the

Leaves of Indigofera tinctoria Linn. and Baphicacanthus cusia Brem. and Chemical

Structure Analysis of Their Major Components.

CMU. Journal Vol. 1(2) Chiang Mang University,Chiang Mai, Thailand.

5. Inayati, Y. D. 2009. Pembuatan Kertas Indikator Asam

Basa dari Bunga Kembang Sepatu ( Hibiscus rosa- sinensis L). Valensi (1): 246-251.

6. Jothi, D. 2008, Extraction of Natural Dyes from AfricanMarigold Flower (Tagetes erecta L ) for TextileColoration. AUTEX Reserch Journal , Vol. 8, No. 2.

7. Laleh, G. H., Frydoonfar, H., Heidary, R., Jameei, R.,

and Zare, S. 2006, The Effect of Light, Temperatur, pH, and Species on Stability of Anthocyanin

Pigment in Four Berberies Species. Pakistan Journal of Nutrition, Vol. 5, No. 1: pp. 90-92.

8. Lee, J., Durst, R. W., and Wrolstad, R. E. 2005,Determination of Total monomeric Anthocyanin

Pigment Content of Fruit Juices, Beverages, Natural

Colorants, and Wines by the pH Differential

Method: Collaborative Study. Jurnal of AOAC International Vol. 88, No. 5, pp. 1269-1278.

9. Lydia S. Wijaya1, Simon B. Widjanarko, Tri Susanto.

2001, Ekstraksi dan Karakterisasi Pigmen dari Kulit




Buah Rambutan (Nephelium Lappaceum), Var. Binjai Biosain, Vol. 1 No. 2, hal. 42-53

10. Mardiah, 2010, Ekstraksi Kelopak Bunga dan BatangRosella ( Hibiscus sabdariffa L.) sebagai PewarnaAlami, Fakultas Agribisnis. Universitas Juanda.

11. Mortensen, A. 2006, Carotenoids and other pigment asnatural colorant. Pure Appl. Chem., Vol. 78, No. 8, pp. 1477-1491.

12. Samsudin, A.S., Khoiruddin. 2011, Ekstraksi dan

Filtrasi Membran dan Uji Stablitas Warna dari KulitManggis (Garcinia mangostana). Fakultas Teknik.Universitas Diponegoro.

13. Silva, G. F., Felix, M. C,. Gamara, A. L., Oliviera andCabral, F. A.2008, Extraction of

Bixin from Annato Seeds Using Supercritical CarbonDioxide. Brazilian Journal of Chemical Engineering . Vol. 25, No. 02, pp. 419-426.

14. Xavier, M. F., Lopes, T. J., Quadri, M. G. N., and

Quadri, M. B. 2008, Extraction of Red Cabbage Anthocyanins: Optimization of the Operation

Conditions of the Column Process. Brazz.arch. biol.

Technol. Vol. 51, No. 1: pp. 143-152.

spektrofotometri organik 4 selasa pagi

Documents